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MONITOREO DEL CRECIMIENTO BACTERIANO EN TANQUES AIREADOS DE
LODOS ACTIVOS PARA EL TRATAMIENTO BIOLÓGICO EN PLANTA DE
TRATAMIENTO DE AGUA DAIMLERCHRYSLER AG WÖRTH
Por
LORENA ROJAS WULKOP
Sartenejas, Abril 2008
MONITOREO DEL CRECIMIENTO BACTERIANO EN TANQUES AIREADOS DE
LODOS ACTIVOS PARA EL TRATAMIENTO BIOLÓGICO EN PLANTA DE
TRATAMIENTO DE AGUA DAIMLERCHRYSLER AG WÖRTH
Por
LORENA ROJAS WULKOP
Realizado con la Asesoría de
Zeppieri, Susana
Bauerndistel, Birte
PROYECTO DE GRADO
Presentado ante la Universidad Simón Bolívar
Como requisito parcial para optar por el título de
Ingeniero Químico
Sartenejas, Abril 2008
RESUMEN
Este proyecto surge de la necesidad de hacer un seguimiento al comportamiento
bacteriológico, objetivo central de la tesis de doctorado, perteneciente a Dra. Birte
Bauerndistel (tutora industrial). Las plantas de tratamiento de agua a nivel mundial sufren de
problemas comunes, en especial, problemas causados por el crecimiento descontrolado de
bacterias filamentosas. Es por ello que nuestro trabajo se centra en el estudio de estas mismas,
su comportamiento estacional y aquellos factores que puedan o no modificar su crecimiento,
con el objetivo de relacionar el crecimiento de éstas bacterias con la problemática de lodos
“hinchados” y “flotantes” en los lodos activos del tratamiento biológico de la planta de
tratamiento de agua, perteneciente a la planta de producción DaimlerChrysler AG WörthAlemania. La metodología de trabajo se baso en la evaluación microscópica, la interpretación
de los distintos indicadores observados y una intensa investigación de la historia evolutiva de
la planta de tratamiento. Por medio de este trabajo se podrá demostrar la alta dependencia del
crecimiento bacteriológico con respecto a la temperatura del agua, el índice de volumen de
lodo y sobre todo al cambio climático con respecto a las estaciones. Más allá del propósito
original del proyecto, se llevó a cabo una investigación más detallada de la gama de bacterias
presentes en los lodos activos y sus posibles efectos sobre aquellas que han sido definidas
como dominantes. Entre los resultados obtenidos, se ve una clara dominancia entre M.
parvicella durante las meses fríos del año, referidos por debajo de los 15°C y Typ 0092 en los
meses calurosos del año, es decir, meses en los cuales se presentan temperaturas por encima
de los 15°C. Durante la época calurosa del año se observa un mejor funcionamiento en la
planta de tratamiento debido a la disminución en el crecimiento de las bacterias filamentosas
problemáticas reflejado en una mejor capacidad de asentamiento por parte de los flóculos.
Otro aspecto resultante fue la documentación de otras bacterias como regulares que no habían
sido registradas como tal en documentación anterior, y este crecimiento coincide con esta
transición entre ocurrencias de dominancia bacteriana.
Palabras claves: Bacterias filamentosas, M. parvicella, Typ 0092, comportamiento
estacional
INDICE
Página
RESUMEN…………………………………………………..………………………………….i
INDICE…………………………………………………………………………………..……..ii
Índice de Figuras……………………………………………………………………………......v
Índice de Tablas…………………………………………………………………………..…..viii
Lista de símbolos y abreviaturas…………………………………………………………..…...ix
1. INTRODUCCIÓN..................................................................................................................1
1.1 Descripción del proyecto de pasantía.............................................................................1
1.2 Breve descripción de la planta de tratamiento de agua……….…………………… ….2
1.2.1 Planta de tratamiento de agua Wörth ….……………………….…...…………...2
1.2.2 Situación actual de la planta de tratamiento de agua……………………….……6
2. MARCO TEÓRICO………………………………………………………………….……...7
2.1 Introducción al proceso de depuración……..……………………..……………….…...7
2.1.1 Definiciones.………………………………………………………………….…..7
2.1.2 Etapas del proceso de depuración…….……………………………………........10
2.1.3 Problemática en lodos activos ………………..………………………………....15
2.2 Características de la actividad microbiológica dentro de los lodos activos…………...17
2.2.1 Microorganismos en lodos activos…………………………………………..…..17
2.2.1.1 Características morfológicas………………………………………..…...18
2.2.2 Bacterias filamentosas dominantes…………………………………………..….22
2.2.2.1“Microthrix parvicella”……...…………………………………..….…...22
2.2.2.2 Typ 0092……………………………………………………….……….24
2.2.3 Bacterias filamentosas subdominantes……………………………...…………..26
2.2.3.1 Typ 0041/0675....………………………………...…………………..….26
2.2.3.2 Typ 1863…………………………………………………………….…..29
2.2.3.3 “Sphaerotilus natans”.……………………………………………….….31
2.2.4 Microorganismos indicadores……………...………………………………..…..34
iii
2.2.4.1 Relación con la carga de lodo en los lodos activos…...………..………..35
3. MATERIALES Y METODOLOGÍA………………………………………………….…..37
3.1 Descripción del objeto de evaluación………...………………….……..………….….37
3.2 Análisis microscópico..…………………………………………………………..……37
3.2.1 Toma de muestras………………………………………………………….……38
3.2.2 Preparado en vivo.…………………………………………………...…….……38
3.2.3 Preparación del frotis…………………………………………………….……...38
3.2.4 Tinciones…………………………………………………………………..…….39
3.2.4.1 Colorantes……………………………………………………….……....39
3.2.4.2 Cristal Violeta (Determinación de la densidad filamentosa)....................40
3.2.4.3 Tinción Gram……………...………………………………………..…...42
3.2.4.4 Tinción Neisser………………………...……………………….…….…45
3.2.5 Evaluación de las muestras …………………………………………….…….…45
3.2.6 Identificación de nuevas bacterias filamentosas (subdominantes) ..…………....48
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN….………………………………………………….….....49
4.1 Crecimiento bacteriano…………………….……………...……………………........50
4.1.1 Índice de volumen de lodo.…………………………………………………..….50
4.1.1.1 Dependencia del ISV con la temperatura………………………..………52
4.1.2 Relación entre las bacterias filamentosas y el ISV……………………….……..54
4.1.3 Dependencia del crecimiento de las bacterias filamentosas con la temperatura..58
4.2 Evaluación microscópica ……………………………………………………………..60
4.2.1 Ocurrencia de las distintas bacterias filamentosas………………...……….........60
4.2.2 Identificación bacterias filamentosas subdominantes………...…………………63
4.3 Presencia de indicadores………………………………………………...……….........66
4.3.1 Estructura de flóculos…………………………………………………….……...69
4.3.2 Evolución en la carga de lodo en el período de estudio y la relación entre
bacterias dominantes y subdominantes...……………………………………………...71
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES………………..………...………………...74
iv
6. BIBLIOGRAFÍA……………...……….……………………………………………..….....76
7. ANEXOS…………………………………………………………………………………...78
ANEXOS I: Diagramas de flujo pertenecientes a la planta de tratamiento de agua
DaimlerChrysler AG, Wörth…..........................................................................................79
ANEXO IA: Planta de tratamiento de agua DaimlerChrysler AG, Wörth….....……...80
ANEXO IB: Planta de tratamiento de agua comunal DaimlerChrysler AG, Wörth….82
ANEXO II: Claves de identificación de bacterias filamentosas .............………………...84
ANEXO IIA: Clave N.2 modificada y traducida al español después de Eikelboom u.
Van Buijsen (1983)……………………………………..……………….……….…...85
ANEXO IIB: Clave modificada y traducida después de Jenkins (1993)..…………….87
ANEXO III: Conjunto de tablas utilizadas durante la evaluación microscópica como
fundamento de documentación .......................................………………………………...89
ANEXO IIIA: Tabla modelo para la documentación de la evaluación
microscópica…………………………………………………………………….…….90
ANEXO IIIB: Conjunto de tablas, las cuales reflejan el proceso evolutivo de esta
misma……...…………………………………………………………………….…....92
Índice de figuras
Página
Figura 1.
Diagrama de flujo de la planta de tratamiento en estudio. El
4
diagrama muestra específicamente las distintas corrientes y
salidas además de los distintos desechos. (Birte Bauerndistel,
Tesis de doctorado, 2006).
Figura 2.
Plan esquematizado de la planta de tratamiento en estudio.
5
(Mercedes-Benz AG, 2007).
Figura 3.
Esquematización
del
recorrido
en
la
etapa
biológica
13
(Departamento de ambiente, DaimlerCrysler AG, Wörth)
Figura 4.
Tanque aireado y clarificador secundario en condiciones ideales
16
(a), afectado por hinchamiento de lodos (b) (Esquema obtenido
por Kunst et al., 2000)
Figura 5.
a. M. pavicella bajo tinción Gram del 29.03.07, b. M. parvicella
22
bajo tinción Neisser del 22.03.07
Figura 6.
M. parvicella teñida negativamente ante tinción Gram del
24
28.06.07
Figura 7.
a. Typ 0092 bajo tinción Neisser del 09.05.07, b. Typ 0092
25
entre otras Fuente: http://www.environmentalleverage.com/
Figura 8.
a. Typ 0041 bajo tinción Gram, y b. Typ 0041 bajo tinción
27
Neisser, Fuente:http://www.environmentalleverage.com/
Figura 9.
a. Typ 0041 bajo tinción Gram del 13.06.07 y b. Typ 0041 bajo
27
tinción Neisser del 28.06.07
Figura 10.
a. Typ 1863 bajo tinción Gram, y b. Typ 1863 bajo tinción
29
Neisser, Fuente: http://www.environmentalleverage.com/
Figura 11.
a. Typ 1863 bajo tinción Gram del 13.06.07 y b. Typ 1863 bajo
30
tinción Neisser del 30.05.07
Figura 12.
a. S. natans bajo tinción Gram, y b. S. natans bajo tinción
31
Neisser, Fuente: http://www.environmentalleverage.com/
Figura 13.
a. S. natans bajo tinción Gram del 02.05.07 y b. S. natans bajo
tinción Gram del 24.05.07
32
vi
Figura 14.
Crecimiento de Sphaerotilus natans en directa proporcionalidad
32
con la temperatura. (Scheuring und Höhnl, 1956)
Figura 15.
Comparación de las paredes celulares de bacterias Gram
44
Positivas y Gram Negativas
Figura 16.
Relación ISV con respecto a la temperatura del tanque aireado
51
BBI, año 2006
Figura 17.
Relación ISV con respecto a la temperatura a la salida del tanque
51
aireado BBI para un período de 7 meses en 2007
Figura 18.
Vista tanque BBI (N°8) durante período de aireación
53
Figura 19.
Inyección de cloruro de polialuminio en el distribuidor
54
Figura 20.
Comportamiento de bacterias bajo la clasificación de Gram
55
Positivas y Negativas con relación al ISV del tanque aireado
BBI de lodos activos
Figura 21.
Comportamiento de bacterias bajo la clasificación de Gram
55
Positivas y Negativas con relación al ISV del tanque aireado
BBII de lodos activos
Figura 22.
Comportamiento de bacterias filamentosas dominantes con
56
respecto al ISV del tanque aireado BBI de lodos activos
Figura 23.
Comportamiento de bacterias filamentosas dominantes con
56
respecto al ISV del tanque aireado BBII de lodos activos
Figura 24.
Presencia evolutiva de M. parvicella en la evaluación
58
microscópica a. 14.03. 07 b. 25.07.07
Figura 25.
Comportamiento de bacterias filamentosas dominantes con
59
respecto a la temperatura dentro del tanque BBI de lodos activos
Figura 26.
Comportamiento de bacterias filamentosas dominantes con
59
respecto a la temperatura dentro del tanque BBII de lodos
activos
Figura 27.
Desarrollo evolutivo en el crecimiento de bacterias dominantes
61
en tanque aireado BBI
Figura 28.
Desarrollo evolutivo en el crecimiento de bacterias dominantes
en tanque aireado BBII
61
vii
Figura 29.
Resultados obtenidos durante el período 30.05.2003 hasta
62
30.09.2005 por tesis de doctorado de Birte Bauersdistel
Figura 30.
Clave N. 2 modificada según de Eikelboom u. van Buijsen
64
(1983)
Figura 31.
Clave modificada según de Jenkins (1993)
65
Figura 32.
Carga de lodo en el tanque aireado BBI
67
Figura 33.
Carga de lodo en el tanque aireado BBII
67
Figura 34.
Carga de lodo correspondiente a los tanques aireados BBI y
68
BBII
Figura 35.
Densidad filamentosa en el tanque aireado BBI
69
Figura 36.
Densidad filamentosa en el tanque aireado BBII
70
Figura 37.
Tinción Cristal Violeta. a. 26.03. 07, b. 09.05. 07, c. 24.05.07, d.
71
25.07.07
Figura 38.
Evolución de la carga de lodo con respecto al crecimiento
72
bacteriano para el tanque aireado BBI
Figura 39.
Evolución de la carga de lodo con respecto al crecimiento
bacteriano para el tanque aireado BBII
72
Índice de tablas
Página
Tabla 1.
Carga entrante al sistema de tratamiento de agua comunal
3
Tabla 2
Bacterias encontradas en plantas de tratamiento de agua
17
Tabla 3.
Clasificación bacterias filamentosas según carga de lodo o relación
21
F/M (Lemmer y Lind, 2000)
Tabla 4.
Bacterias como microorganismos clasificados según carga de lodo
35
o relación F/M
Tabla 5.
Clasificación de carga de lodo respectivo a valores específicos de
36
BTS (Magistratura del Estado de Bavaria)
Tabla 6.
Presentación de la escala utilizada en la evaluación de la densidad
41
filamentosa luego de la tinción Violeta Cristal. (Knopp, 1997)
Tabla 7.
Guía grafica de la evaluación y método de tinción a seguir
46
Tabla 8.
Documentación numérica con respecto a la evaluación poblacional
46
de bacterias filamentosas
Tabla 9.
Documentación numérica con respecto a la evaluación poblacional
de microorganismos
47
Lista de símbolos y abreviaturas
Las abreviaturas que aquí serán expuestas, serán mostradas por orden alfabético.
Debe hacerse una aclaración muy importante, debido a que este trabajo se basa en los
resultados obtenidos durante la pasantía en Alemania, varias de las abreviaturas utilizadas así
como nombres claves se encuentran en alemán, mas cada una de ellas ha sido explicada
durante el trabajo y aquí brevemente.
BBI
Belebungsbecken I
Equivalente a tanque aireado N°8
BBII
Belebungsbecken II
Equivalente a tanque aireado N°9
BTS
BSB5-Schlammbelastung en KgBSB5/(KgTS*d)
Equivalente a la carga de lodo o relación F/M
BSB5
Biologischer Sauerstoffbedarf in 5 Tagen mgO2/l
Equivalente a la demanda biológica de oxígeno
CSB
Chemische Sauerstoffbedarf mgO2/l
Equivalente a la demanda química de oxígeno
d
Día
h
Hora
ISV
Schlamm(volumen)index en ml/g
Equivalente al índice de volumen de lodo
LPS
Lipopolisacáridos
NH4-N
Nitrógeno amoniacal (mg/l)
Pges-P
Fosforo total (mg/l)
PHB
Poly-ß-Hydroxybuttersäure
Equivalente a Poli-β-Hidroxibutírico
TS
Trockensubstanzgehalt en g/l
Equivalente a la materia sólida seca
1. INTRODUCCIÓN
1.1 Descripción del proyecto de pasantía
El plan de trabajo de la pasantía tuvo cuatro objetivos los cuales fueron trabajados en
paralelo. Estos eran la continua asistencia a los departamentos de Ambiente y de Seguridad
Industrial en diversos tópicos, la asistencia directa en las auditorías internas como externas que
forman parte del cronograma anual de la empresa, y por último, el proyecto de monitoreo del
crecimiento de bacterias filamentosas en la planta de tratamiento de agua perteneciente a la
planta de producción de camiones DaimlerChrysler AG, Wörth - Alemania, para evaluar el
comportamiento de la etapa de lodos activos y sus posibles repercusiones en el
funcionamiento operacional.
La importancia del monitoreo del crecimiento de bacterias filamentosas a nivel
ingenieril radica en las repercusiones operativas que tiene este crecimiento sobre parámetros
funcionales como tiempo y efectividad de asentamiento, sub-dimensionamiento de los tanques
aireados como de la carga contaminante que en ella debe ser depositada, obstrucción de
equipos debido al crecimiento descontrolado de bacterias, etc. Cada uno de estos tópicos serán
elaborados de manera detallada en secciones posteriores.
Bajo la tutoría de la doctora en biología, Birte Bauerndistel, se conocieron los distintos
procedimientos utilizados para el monitoreo del crecimiento de bacterias filamentosas, así
como el funcionamiento del departamento ambiental y de protección al cual se estaría
prestando servicio.
El proyecto elaborado surge de la necesidad de continuar con el trabajo de
investigación que realizó la Dra. Birte Bauerndistel durante su tesis de doctorado, el cual se
centró en encontrar soluciones prácticas a los distintos problemas que presentaba la planta de
tratamiento de agua en la etapa biológica de ésta.
2
El monitoreo del crecimiento bacterial permitiría demostrar la efectividad de las
medidas tomadas como consecuencia del trabajo de investigación ya mencionado, y de igual
forma, mantener un control continuo del desarrollo evolutivo de las bacterias filamentosas.
Como
consecuencia de este proyecto, se identificaron y documentaron nuevas bacterias
filamentosas que aparecieron durante el período de trabajo y se analizaron sus posibles
repercusiones en el funcionamiento de la planta.
1.2 Breve descripción de la planta de tratamiento de agua
La planta de tratamiento de agua de la empresa Daimler consta de dos plantas con
distintos objetivos; una de estas depuradoras se encarga de tratar el agua residual proveniente
del agua utilizada en el proceso de producción, y la segunda planta - objetivo de evaluaciónprocesa el agua residual proveniente del sector sanitario de la planta de producción y de la
ciudad cercana a la planta, Wörth. Esta distribución puede ser observada con detenimiento en
el Anexo IA, en el cual se presenta el diagrama técnico de la planta en su totalidad.
Las plantas de depuración emplean diferentes métodos y tecnologías; la planta
encargada de procesar el agua proveniente de la planta de producción funciona bajo
procedimientos en su mayoría químicos, a diferencia de la planta bajo estudio, la cual cuenta
con una etapa de procesos mecánicos y otra de procesos biológicos. Su estructura y
funcionamiento serán descritos a continuación.
1.2.1 Planta de tratamiento de agua Wörth
Este trabajo se concentra en el proceso de depuración de aguas comunales. La planta
de tratamiento de agua está sectorizada en dos (2) sistemas diferentes de procesamiento, el
comunal, al cual se alimenta de dos vertientes, el agua residual de origen sanitario de la planta
y el agua residual proveniente de la ciudad de Wörth. Es importante aclarar que esta ciudad no
posee industrias que comprometan el agua residual con sustancias de alto riesgo. El segundo
sistema de procesamiento se alimenta del agua residual resultante de la planta de producción.
3
La planta de tratamiento de agua, en su sección de tratamiento comunal, fue diseñada
en 1990 con proyecciones de tratamiento hasta el año 2008, fecha en la cual se evaluaría el
estado de la planta y se rediseñaría, de ser necesario. El diseño de plantas con tratamiento
biológico dependen altamente de la carga de contaminación de las aguas que reciba, por ello
se presentan a continuación las condiciones de flujo y biológicas para las cuales fue diseñada
esta planta comunal.
Tabla 1. Carga entrante al sistema de tratamiento de agua comunal
2Qs+Qf
520 m3/d
Qf+Qs (aproximadamente)
5000 m3/d
Carga orgánica
990 kg BSB5/d
Lodo primario
600 kg BSB5/d
donde
Qf: agua residual de origen desconocido
Qs: agua residual de origen residencial
En la época seca del año, la cantidad estimada de agua que ingresa al sistema es de
5000 m3/d, es decir, un aproximado de 340 m3/h. En la época lluviosa, se estima una entrada
máxima de agua al sistema de 520 m3/h, lo cual confirma una subutilización actual del
sistema (Servicio Técnico, Mercedes-Benz AG Wörth, 1990).
En la Figura 1 se presenta un diagrama de flujo, perteneciente a la sección de la planta
de tratamiento de agua encargada de las aguas comunales. El agua residual pasa por un
tratamiento mecánico y un tratamiento biológico, los cuales serán descritos en detalle mas
adelante.
4
Figura. 1. Diagrama de flujo de la planta de tratamiento en estudio. El diagrama
muestra específicamente las distintas corrientes y salidas además de los distintos
desechos (Birte Bauerndistel, Tesis de doctorado, 2006)
En la mencionada cadena de macroprocesos se detallan los subprocesos y sus equipos
mayores:
− Afluente a través de rejillas automatizadas con un ancho de 8 mm
− Sistema de bombeo para el recolector de arena y grasa
− Recolector de arena y grasa (150 m3)
− Sedimentación Primaria (800 m3)
− Denitrificación con dos (2) Tanques paralelos (Total 2360 m3)
− Aireación con cuatro (4) Tanques paralelos de lodos activos aireados con eliminación
simultánea de fósforo (Total 1650 m3)
− Sedimentación Secundaria con cuatro (4) Tanques paralelos (Total 3000 m3) y un
sistema de bombas para el lodo sedimentado y el lodo flotante de superficie.
− Efluente y direccionamiento al río Rin
5
En la Figura 2 se muestra una visión esquematizada del diagrama de flujo mostrado en
la Figura 1. Esta figura permite ver la distribución de las unidades de operación dentro de la
planta de tratamiento.
Figura 2. Plan esquematizado de la planta de tratamiento en estudio (Mercedes-Benz
AG, 2007)
En la Figura 2 se puede observar claramente las direcciones de cada flujo entrante y
saliente de cada uno de los equipos. El agua residual entrante pasa por un tratamiento
mecánico que consiste en un sistema de rejillas, recolector de arena y grasa, además de un
clarificador primario. Luego de este recorrido, el flujo se divide en dos corrientes de caudal
diferente, una cantidad x se transporta a la sección de denitrificación, mientras otra cantidad y
se transporta al distribuidor, desde el cual se alimentan los 4 tanques aireados, para el
desarrollo de los lodos activos. Luego de este proceso biológico se transporta el fluido restante
al clarificador secundario, el cual consta de cuatro tanques. En el Anexo IB se presenta el
diagrama técnico de la planta de tratamiento de agua perteneciente a la compañía Daimler.
El lodo sedimentado en los primeros cuatro tanques, llamado lodo de exceso, es
redireccionado a la cámara de denitrificación para ser reutilizado como fuente de alimento
para las bacterias. En el caso que las concentraciones de carbono analizadas en este lodo se
6
encuentre por debajo de los estándares predeterminados, este lodo se une con el primer lodo
sedimentado y son redirigidos a la etapa de espesamiento, para luego pasar a los digestores
anaeróbicos, en los cuales se desprende metano, el cual es utilizado para el calentamiento de
los digestores anaeróbicos y a su vez es utilizado en la época de invierno en la calefacción del
edificio de oficinas perteneciente a la planta depuradora. Luego de la etapa de digestión, éste
lodo resultante es transportado a la cámara de filtración a presión para extraer los remanentes
de agua y obtener un máximo secado. Los restos son desechos que serán transportados y
reutilizados como compost. De los clarificadores secundarios, el lodo de exceso es
redireccionado a la entrada principal cuando se considere pertinente, es decir, cuando bajo
evaluaciones de laboratorio, el lodo deba ser tratado nuevamente.
1.2.2 Situación actual de la planta de tratamiento de agua
Uno de los factores esenciales en el funcionamiento de la planta de tratamiento de agua
es el proceso de lodos activos que incluye la floculación efectiva del lodo, seguida de una
sedimentación rápida. La compactación óptima de los flóculos permite una separación óptima
en la etapa final de clarificación.
La planta de tratamiento de agua presenta una condición problemática debido a la
formación de “lodo hinchado”. Este término será explicado extensamente en la sección de
lodos activos, por ahora puede definirse como una condición de la planta en la que el lodo no
posee la capacidad de sedimentar efectivamente debido al extenso crecimiento de bacterias
filamentosas en el flóculo. El lodo con estas características no puede ser extraído del
clarificador secundario y no puede ser enviado a las siguientes etapas de denitrificación y
aireación, lo cual provoca que la concentración de sustrato presente en el sistema sea
insuficiente para mantener el crecimiento de los microorganismos que forman parte del lodo.
De la misma forma, al no ocurrir un asentamiento eficaz, aumenta notablemente el tiempo de
asentamiento en los equipos, retrasando el proceso de depuración y las demás operaciones.
Eventualmente ocurren descargas de agua tratada hacía el río con remanencias de lodos
flotantes, lo cual es una situación inaceptable.
2. MARCO TEÓRICO
2.1 Introducción al proceso de depuración
Las aguas residuales de origen doméstico están compuestas por restos órganicos, por lo
que los procesos de tratamiento están dirigidos a la eliminación de tales sustancias
principalmente. La planta de tratamiento de agua residual está conformada por procesos
físicos y biológicos, cuya función es reducir la carga de contaminantes. La carga contaminante
viene representada en parámetros fijos, limitados por un rango de valores aceptables para la
descarga del agua tratada al río Rin (en el caso de la planta bajo estudio en este proyecto).
A continuación se definen las distintas etapas del proceso de depuración, así como las
definiciones de aquellos términos necesarios para controlar y evaluar el proceso.
2.1.1 Definiciones
Las definiciones que aquí se presentan se extrajeron del manual de la Magistratura del
Estado de Bavaria (1992). Bavaria es el Estado con mayor alcance en el área de investigación
y conocimiento acerca del tratamiento de agua en Alemania, por lo cual la empresa
DaimlerChrysler se rige principalmente por estos manuales técnicos.
Demanda biológica de oxígeno
La demanda biológica de oxígeno, también denominada demanda bioquímica de
oxígeno, conocida como DBO en español, es un parámetro que mide la cantidad de materia
susceptible de ser consumida u oxidada por medios biológicos, la cual está contenida en una
muestra líquida, y se utiliza para determinar su grado de contaminación. Normalmente se mide
transcurridos 5 días (DBO5), bajo condiciones estándares de 20°C, y se expresa en mg O2/litro.
Para evitar futura confusión, se hará referencia al DBO como BSB. Estas siglas se
refieren a la demanda biológica de oxígeno en alemán.
8
El BSB es un parámetro adecuado para aguas superficiales continentales (ríos, lagos,
acuíferos, etc.), aguas residuales o cualquier agua que pueda contener una cantidad apreciable
de materia orgánica. No es aplicable para las aguas potables debido a que se obtendrían
valores bajos. Para el caso de aguas potables se emplea el método de oxidabilidad con
permanganato potásico (Magistratura del Estado de Bavaria, 1992).
El método que implica la medición del BSB registra la concentración de los
contaminantes orgánicos; sin embargo, puede haber interferencias debido a la existencia de
sustancias inorgánicas susceptibles de ser oxidadas también por las bacterias en disolución.
Para evitar este hecho se añade N-aliltiourea como inhibidor.
Valores por encima de 30 mg O2/litro pueden ser indicativos de contaminación en
aguas continentales, aunque las aguas residuales pueden alcanzar una BSB de miles de mg
O2/litro.
Otro parámetro similar al BSB es la demanda química de oxígeno (DQO), equivalente
a CBS en siglas alemanas, como será utilizado durante el trabajo aquí presentado. Es un
parámetro que mide la cantidad de materia orgánica susceptible de ser oxidada por medios
químicos que hay en una muestra líquida. Se utiliza para medir el grado de contaminación y se
expresa por igual en mg O2/litro.
El valor obtenido es siempre superior a la demanda biológica de oxígeno, ya que se
oxidan por este método también las sustancias no biodegradables. La relación entre los dos
parámetros es indicativo de la calidad del agua. En las aguas industriales puede haber una
mayor concentración de compuestos no biodegradables.
Materia sólida seca
La materia sólida seca es un término utilizado para representar el valor numérico de la
cantidad de biomasa (materia orgánica) activa dentro de una determinada prueba. Se expresa
en [g/l]. Regularmente cada planta de tratamiento de agua posee un valor representativo de
9
materia sólida seca. Generalmente el lodo evaluado tiene entre 5% y 15% de TS (siglas en
alemán para la materia sólida seca).
Como se mencionó anteriormente, cada planta posee un determinado valor de TS. Esto
implica que valores fuera de rango son indicadores de problemas de funcionamiento dentro de
la planta. Por ende, el TS es utilizado como parámetro de control del funcionamiento de la
planta.
Carga de lodo o relación F/M
La relación F/M (carga de lodo expresado en BSB sobre masa de microorganismos en
base seca) es el parámetro de mayor utilidad a la hora de diseñar y operar sistemas de lodos
activos. El sistema de lodos activos alcanza el equilibrio cuando la cantidad de sustrato
alimenticio y los organismos que la consumen se igualan. El parámetro de equilibrio se conoce
como la relación F/M o la relación entre alimento y masa de microorganismos. Esta relación
viene expresada en función de la cantidad de materia orgánica oxidable BSB5 [kg BSB5/ kg
TS d]. De la misma forma en que el DBO se presentará como BSB en este trabajo, la relación
F/M se presentará con las siglas BTS, las cuales representan la carga de lodo en siglas
alemanas.
Índice de volumen de lodo (IVS)
Este parámetro es un valor asignado a la capacidad de asentamiento (sedimentación) de
los lodos activos. Representa el volumen específico de lodo asentado (medido como materia
sólida seca (TS)) luego de 30 minutos de tiempo transcurrido. En condiciones normales el
rango en que se encuentra este parámetro oscila entre 80 y 120 ml/g; mientras menor se
mantenga este valor, mejores son las condiciones en que se encuentra la planta en operación.
En caso de valores mayores a 150 ml/g, esto indica la presencia de problemas en la etapa de
clarificación final, por lo cual se utiliza el valor de 150 ml/g como límite de referencia.
Valores por encima de éste indican problemas relacionados con la capacidad de asentamiento,
la cual se debe a la condición conocida como lodos “flotantes” y lodos “hinchados”. Estos
10
problemas se manifiestan en la flotación de los lodos activos y su incapacidad para
sedimentarse.
De la misma forma que en los casos anteriores, el índice de volumen de lodo será
referido como ISV por sus siglas en alemán.
Densidad filamentosa
La densidad filamentosa es un término utilizado para describir la condición del sistema
de lodo activo en cuanto a la cantidad de bacterias filamentosas presentes.
2.1.2 Etapas del proceso de depuración
Como se mencionó anteriormente, la planta en estudio posee dos etapas, una mecánica
y una biológica, además de contar con un control de calidad al final del proceso; éste se
encarga de la medición de los cuatro parámetros requeridos para constatar la calidad del agua
para poder ser descargada a ríos y/o reservorios de agua dulce, tales como el BSB5, CSB,
NH4-N y Pges-P. Estos dos últimos parámetros se refieren a la concentración de nitrógeno
amoniacal y fósforo total presentes en el agua. (Manual de Planta de Tratamiento de Agua,
DaimlerChrysler AG, Wörth, 2007).
Los valores límites para los parámetros del control de calidad son:
-
BSB5 máximo 15 mg/l
-
CSB máximo 75 mg/l
-
NH4-N máximo 10 mg/l
-
Pges-P máximo 1 mg/l
Etapa mecánica
Consiste en la eliminación de los objetos de gran tamaño que son arrastrados junto con
las aguas, como maderas, plásticos y arenas. Sirve fundamentalmente para proteger a los
11
equipos de las siguientes etapas y evitar su sedimentación en los conductos. Se utilizan
fundamentalmente rejas, dilaceradores, desarenadores y separadores de flotación por aire
inducido (IAF). La última operación de la etapa mecánica es la sedimentación primaria, más
ésta no se encuentra dirigida a la eliminación de objetos de gran tamaño.
Rejillas
Son instaladas con el fin de eliminar sólidos gruesos (maderas, trapos, plásticos, etc.)
mediante retención y posterior extracción. Consisten en rejas o tamices formadas por barras
paralelas separadas entre si por un espacio menor que el diámetro o tamaño de las partículas a
separar.
Dilaceradores
Dispositivo mecánico con discos cortantes que tritura los sólidos gruesos. Debe
proporcionar un tamaño de partícula más o menos uniforme de forma que no entorpezca la
operación de las instalaciones situadas aguas abajo del proceso.
Desarenadores
Separa la arena arrastrada que se encuentra en suspensión en el efluente. La arena
desgasta las bombas y los conductos de presión y dificulta la eliminación y digestión de los
lodos separados en los tanques de sedimentación.
Separadores por flotación por aire inducido (IAF)
Este equipo funge como separador de materia aceitosa y grasas. Consiste en un tanque
con sistemas de burbujeo, en donde las burbujas de aire inyectadas al tanque arrastran la grasa
hacia la superficie debido a su baja densidad, mientras que las partículas sólidas mucho más
densas, se sedimentan en el fondo del tanque. Dicho tanque tiene una estructura de cono por
12
donde es retirado los sólidos. Las grasas y materia aceitosa son retiradas por medio de un
sistema de arrastre.
Sedimentación primaria
El objeto de este tratamiento es básicamente la remoción de los sólidos suspendidos y
BSB en las aguas residuales, mediante el proceso físico de asentamiento en tanques de
sedimentación. El principio de funcionamiento se basa en la fuerza de gravedad.
Es una de las operaciones unitarias mas utilizadas en el tratamiento de agua residual.
El propósito fundamental es obtener un efluente clarificado, pero también es necesario
producir un lodo con una concentración de sólidos tal que pueda ser tratado con facilidad. El
proceso de sedimentación puede reducir de un 20 a un 40% la BSB5 y de un 40 a un 60% los
sólidos en suspensión (Magistratura del Estado de Bavaria, 1992).
Etapa biológica
Consiste en la eliminación de la materia orgánica biodegradable mediante el
crecimiento de microorganismos los cuales se alimentan dicha materia orgánica. El resultado
es la transformación de la sustancia orgánica en biomasa compuesta por microorganismos
insolubles y fáciles de eliminar por sedimentación.
En la etapa biológica de cualquier planta se tienen etapas específicas, mas su orden
puede variar dependiendo de la visión que se tenga sobre la distribución más eficiente. La
etapa biológica es una mezcla entre procesos anaeróbicos y aeróbicos, o incluso simultáneos.
La planta en estudio se encuentra distribuida de tal forma, que la etapa anaeróbica donde
ocurre la denitrificación se encuentra primero, y la etapa aeróbica está en segundo lugar,
donde se lleva a cabo la nitrificación.
13
Etapa de denitrificación
En este tanque no hay inyección de oxígeno. El objetivo de esta etapa es la reducción
del nitrato a nitrógeno que es liberado en forma gaseosa al medio ambiente. La distribución
anteriormente expuesta tiene sus ventajas, y se encuentra esquematizada en la Figura 3:
aeróbica
anaeróbica
Etapa de denitrificación
NH4+
NO3-
N2
Lodos activos
NH4+
Org. C
Sedimentación secundaria
NO3CO2
NO3-
Figura 3. Esquematización del recorrido en la etapa biológica (Departamento de
Ambiente, DaimlerCrysler AG, Wörth)
En el esquema aquí propuesto se muestran los tanques de denitrificación, lodos activos
y de sedimentación secundaria. Se simplifican las reacciones ocurridas en cada etapa, para así
poder sintetizar la explicación.
Durante la etapa de denitrificación, el nitrato presente en altas concentraciones en las
aguas residuales, pasa a nitrógeno en ausencia de oxígeno, liberándose el N2 a la atmósfera en
forma gaseosa, mientras que la fuente de amonio presente, no sufre modificación alguna. En el
momento en que la fuente de amonio entra en contacto con el oxígeno en los tanques aireados,
se oxida a nitrato, mientras que la materia orgánica es consumida simultáneamente por medio
de las bacterias presentes como fuente de alimento. Finalmente el líquido, rico en nitrato pasa
al tanque de sedimentación. Una fracción de la materia floculada rica en nitrato se devuelve al
tanque de denitrificación para mantener la fuente de alimentación constante.
El caudal saliente de la etapa de denitrificación se dirige a un distribuidor, el cual
divide el caudal a 4 tanques aireados y homogeniza el fluido entrante.
14
Lodos activos
El concepto de lodo activo fue desarrollado en Inglaterra en 1914 por Andern y
Lockett (Lenntech Corporación, 2007) y fue llamado así por la producción de una masa
activada de microorganismos capaz de estabilizar un residuo por vía aeróbica. En el proceso
un residuo se estabiliza biológicamente en un reactor bajo condiciones aeróbicas. El ambiente
aeróbico se logra mediante el uso de aireación por medio de difusores.
La eliminación de materia orgánica disuelta y los nutrientes de las aguas residuales
tiene lugar durante el tratamiento biológico del agua. Esta etapa se caracteriza por la
interacción de distintos tipos de bacterias y microorganismos, que requieren de oxígeno para
vivir, crecer y multiplicarse, además de consumir materia orgánica. El lodo resultante es
llamado lodo activo. Normalmente este lodo se encuentra en forma de flóculos que contienen
biomasa viva y muerta, además de partes minerales y orgánicas aglutinadas en su interior
(Lenntech Corporación, 2007).
En el proceso de lodos activados, las bacterias son los microorganismos más
importantes, ya que éstos son la causa de la descomposición de la materia orgánica del
efluente. En el reactor parte de la materia orgánica del agua residual es utilizada por las
bacterias aeróbicas con el fin de obtener energía para la síntesis del resto de la materia
orgánica en forma de nuevas células. Otro tipo de microorganismos igualmente de importancia
son los protozoos y rotíferos que actúan como depurificadores de los efluentes. Los protozoos
consumen las bacterias dispersas que no han floculado y los rotíferos consumen partículas
biológicas que no hallan sedimentado.
El sistema de lodos activos consiste entonces en desarrollar un cultivo bacteriano
disperso en forma de flóculo alimentado con el agua a depurar. La agitación evita la
sedimentación y homogeniza la mezcla de los flóculos bacterianos y el agua residual.
El comportamiento de la sedimentación de los flóculos es de gran importancia para el
funcionamiento de la planta de tratamiento biológico, ya que la capacidad de sedimentación
15
determina la efectividad de la depuración de la planta, así como la cantidad de lodo secundario
que puede ser retirado del sistema.
Sedimentación secundaria
Después de un tiempo de contacto de 5-10 horas, la suspensión líquido – lodos que
contiene flóculos de biomasa ricos en nitrato y bacterias filamentosas, se envía a un
clarificador o decantador secundario para separar el agua depurada de los lodos. Un porcentaje
de éstos son recirculados al tanque de aireación para mantener en él una concentración
suficiente de biomasa activa. Se debe garantizar los nutrientes necesarios para que el sistema
funcione correctamente, principalmente la alimentación de nitrógeno y fósforo.
2.1.3 Problemática en lodos activos
El lodo activo es el resultado de un producto de crecimiento; éste debe cumplir con
ciertas características para lograr una buena sedimentación. Dentro de los tanques aireados se
encuentran dos tipos de bacterias que influyen en la formación de los flóculos: las bacterias
formadoras de flóculos y las bacterias filamentosas las cuales sirven de área de crecimiento
para las bacterias formadoras de flóculos. Las bacterias filamentosas son comunes dentro de
los lodos activos y su crecimiento influye negativamente en la formación compacta de los
flóculos. Por consiguiente afecta considerablemente el desarrollo del tratamiento biológico
dentro de la planta. Lo más importante durante esta etapa es alcanzar un buen grado de
compactación. Este grado de compactación se ve afectado por distintos factores que serán
mencionados más adelante, pudiendo generar otros dos tipos de lodos problemáticos,
conocidos como lodos flotantes e hinchamiento de lodos. Es de hacer notar que estos últimos
lodos también se encuentran en la planta evaluada.
Lodo flotante
Generalmente provocado por exceso de microorganismos filamentosos dentro de los
tanques aireados, caracterizados por presentar una superficie celular hidrofóbica. Esta
16
superficie celular hidrofóbica adsorbe burbujas de aire y nitrógeno en la superficie. Este tipo
de lodo flotante debe ser eliminado rápidamente para evitar la formación de espuma en el
tanque séptico de las plantas de tratamiento de lodos anaeróbicos (Lenntech Corporación,
2007).
Hinchamiento de lodos
El término se refiere a lodos con muy bajas propiedades de sedimentación y
espesamiento. En la mayoría de los casos, los lodos hinchados se acumulan en el clarificador,
donde forman una capa espesa y deben ser removidos para evitar colmatación. Si los flóculos
no se encuentran compactados al momento de retirar el lodo del fondo se retira por igual una
gran cantidad de agua, que al retornar a la entrada de la planta de tratamiento, causa
sobrecarga en el sistema al mezclar el agua residual con agua medianamente limpia, la cual
pudo haber sido retirada de forma efectiva de no haberse producido lodos hinchados
(Lenntech Corporación, 2007). Este problema se ilustra claramente en el siguiente esquema de
la Figura 4.
Figura 4. Tanque aireado y clarificador secundario en condiciones ideales (a),
afectado por hinchamiento de lodos (b) (Esquema obtenido de Kunst et al., 2000)
Ambos problemas (lodos hinchados y flotantes) se presentan casi durante todo el año,
oscilando su gravedad con respecto a la ocurrencia variante de ciertas bacterias filamentosas.
La búsqueda de soluciones a estos problemas nace del entendimiento relacionado al
crecimiento de estas bacterias.
17
2.2 Características de la actividad microbiológica dentro de los lodos activos
Como se mencionó anteriormente, en el proceso de lodos activos las bacterias son los
microorganismos más importantes, ya que estos son la causa de descomposición de la materia
orgánica del efluente. A continuación se hace una clasificación más detallada de los
microorganismos que pueden encontrarse dentro de cualquier planta de tratamiento de agua.
2.2.1 Microorganismos en lodos activos
Dentro de los lodos activos se encuentran bacterias y aquellos denominados
microorganismos indicadores. Existen alrededor de 100 tipos de bacterias conocidas, las
cuales se encuentran relacionadas con la purificación de aguas residuales. Sus dimensiones
oscilan en un amplio rango, sus diámetros se encuentran entre 0,1 µm y 50 µm, siendo los
diámetros entre 0,5 y 0,2 µm normales o los más comunes. En cuestión de longitudes, los
valores oscilan entre 1 y 500 µm, aunque la mayoría de las bacterias no sobrepasan los 5 µm.
En este caso, las bacterias que se desarrollan en la planta de tratamiento estudiada, son
bacterias que alcanzan grandes longitudes. En la Tabla 2 se pueden observar las posibles
bacterias que se pueden encontrar en una planta purificadora de agua (Magistratura del Estado
de Bavaria, 1992).
Tabla 2. Bacterias encontradas en plantas de tratamiento de agua
18
En la planta de tratamiento de agua evaluada, se observan bacterias filamentosas y
bacterias libres. Para su identificación se tiene conocimiento de distintas claves, las cuales son
utilizadas como guías para identificar bacterias filamentosas a través de distintas
características morfológicas propias de cada bacteria.
Las claves que se utilizaron en el presente proyecto son las elaboradas por los autores,
Eikelboom U. van Buijsen (1983) y Jenkins et al. (1993), ya que son estas las que cubren un
mayor rango de características registrables durante la evaluación microscópica. También debe
mencionarse que son las claves más utilizadas a nivel microbiológico en el mundo.
Estas claves se rigen por ciertas características morfológicas observables durante la
evaluación microscópica como la reacción ante distintas tinciones. Las distintas claves son
presentadas en el Anexo II.
2.2.1.1 Características morfológicas
Las distintas características morfológicas de las bacterias, son identificadas por medio
de la observación microscópica minuciosa; para ello, se utiliza por lo general un aumento de
x100 para así detallar la forma de la célula, diámetro, forma de la bacteria, entre otras
características.
Ubicación de la bacteria filamentosa
Las bacterias filamentosas se caracterizan por crecer en distintos lugares dentro de los
lodos activos. Dentro de ellos se forman los flóculos de biomasa. Las bacterias pueden crecer
dentro de estos floculos o presentar un crecimiento en la parte externa de los mismos flóculos.
Forma del filamento bacteriano
Las bacterias filamentosas muestran distintas formas durante su desarrollo. Pueden ser
derechas, dobladas o enrolladas.
19
Crecimiento secundario
La superficie de las bacterias puede ser plana o en su defecto presentar crecimiento
secundario, proveniente de otras bacterias o flóculos bacteriales.
Ramificaciones
Las bacterias filamentosas pueden mostrar ramificaciones, mas ellas se clasifican como
verdaderas o falsas. Aquellas consideradas verdaderas son producto del crecimiento interno,
mientras aquellas consideradas falsas son producto del crecimiento de otra bacteria de su
misma especie, solo que se encuentra adjunta a la original.
Vaina
Las bacterias filamentosas pueden mostrarse como la estructura de una vaina. En
ciertos casos es identificada como un manto amarillento que recubre la estructura de la
bacteria, mas no siempre es fácilmente reconocible.
Separación de la pared celular
En ocasiones, ciertas bacterias muestran claramente una separación distinguible entre
las paredes celulares.
Terminaciones
Esta característica se refiere a la terminación de cada bacteria, las cual puede denotarse
como cuadrada o rectangular.
20
Diámetro de bacteria filamentosa
El diámetro de una hebra no puede ser medido con cualquier equipo, mas la
observación frecuente y la experiencia pueden llevar a dar resultados aproximados de su
grosor. Esta característica es una de las más importantes dentro de la identificación de
bacterias filamentosas, ya que brinda información particular de cada bacteria.
Forma de la célula
Las células en las bacterias filamentosas pueden mostrarse de distintas formas. Pueden
ser cuadradas, rectangulares o esféricas.
Las características aquí mencionadas no son las únicas que pueden ser observadas y
documentadas, sin embargo no serán mencionadas ya que no forman parte de la evaluación
microscópica.
Como se mencionó anteriormente, solo son observables las bacterias filamentosas y las
bacterias libres. Este proyecto de trabajo se concentró en el estudio de las bacterias
filamentosas. Dentro de los lodos activos puede haber una gama muy variada de bacterias
filamentosas. En la Tabla 3 se muestra una pequeña recopilación bacterias filamentosas,
diferenciadas básicamente como Gram Negativa y Gram Positiva, término a ser explicado más
adelante. Esta clasificación, mundialmente aceptada y utilizada, está relacionada con la
reacción de las distintas bacterias filamentosas hacia las tinciones como método de
identificación. La
clasificación Gram Negativa está relacionada con una alta carga de
alimento y la Gram Positiva a una baja carga de alimento (Lemmer y Lind, 2000).
Aunque esta clasificación está ampliamente aceptada en el ámbito biológico, debe ser
utilizada con cautela ya que no se puede aplicar rigurosamente a cada una de las bacterias
(Lemmer y Lind, 2000).
21
Tabla 3. Clasificación de bacterias filamentosas según carga de lodo o relación F/M (Lemmer
y Lind, 2000)
Bacterias del
azufre
Gram Negativas
Gram Positivas
Alta carga de alimento Baja carga de alimento
Tipo 021 N
Sphaerotilus sp.
Tipo 1851
Tipo 0914
Tipo 1701
Microthrix parvicella
Thiothrix sp.
Beggiatoa sp.
Bacterias
Filamentosas
Haliscomenobacter
hydrossis
Tipo 0961
Tipo 0041/0675
Nostocoida limicola
I/II/III
Tipo 021 N
Tipo 0803
Tipo 1863
Tipo 0581
Tipo 0092
Eliminación de los
Criterios de
selección
enlaces de azufre
BTS>0,15 kg BSB5/(kg
en forma reducida
TS*d)
Tiempo prolongado
Ausencia N/P
de oxigenación
Ausencia O2
Proceso de
Mezcla completa
putrefacción
BTS<0,15 kg BSB5/(kg
TS*d)
Carácter hidrofóbico de
la superficie
Producción de tenso
activos biológicos
Considerando trabajos anteriores, incluyendo el trabajo de doctorado perteneciente a la
Dra. Birte Bauerndistel, tutora industrial de este trabajo de pasantía, se confirmó que las
bacterias dominantes dentro de los lodos activos de la planta DaimlerChrysler AG Wörth son
Microthrix parvicella y Typ 0092.
Después de un período de tiempo aproximado de 2 meses luego del comienzo del
proyecto de pasantía, se observó la presencia de otras bacterias que no habían sido
documentadas y que a través del tiempo no llegaron a dominar dentro de los lodos activos,
más si mostraron un desarrollo creciente durante el período restante. Estas son denominadas
22
en este trabajo como bacterias filamentosas subdominantes y serán descritas en detalle más
adelante.
2.2.2 Bacterias filamentosas dominantes
2.2.2.1 Microthrix parvicella
Microthrix parvicella (M. parvicella) es la bacteria filamentosa dominante número 1
presente en la mayoría de las plantas de tratamiento de agua a nivel europeo y en posición 10
en los Estados Unidos de Norteamérica (Knoop, 1997). Asimismo, es la causante número 1 de
problemas operacionales tales como lodos flotantes e hinchados. A esta bacteria se le asocian
usualmente bacterias acompañantes como Typ 0041/0675, Typ 0092 y Nostocoida limicola
(Kunst et al., 2000). La bacteria M. parvicella se puede apreciar a continuación en la Figura 5.
Figura 5. a. M. pavicella bajo tinción Gram del 29.03.07, b. M. parvicella bajo tinción
Neisser del 22.03.07
La morfología de esta bacteria es descrita por varios autores. Se le describe como
altamente curveada y ocasionalmente encorvada, la cual se encuentra ubicada dentro de los
flóculos de biomasa. Presenta una longitud de 200 a 400 µm, o incluso otros autores reportan
longitudes mayores a 500 µm (Lemmer y Lind, 2000) y un diámetro aproximado de 0,5 µm
(Eikelboom y van Buijsen, 1999) hasta 0,8 µm (Jenkins et al., 2004). La dependencia de esta
bacteria con respecto a la temperatura debe ser tomada en consideración, ya que su longitud
oscila dependiendo de este factor. En plantas con fines experimentales se ha observado que a
23
temperaturas de 20 °C su longitud es de 30-80 µm, mientras que a temperaturas de 12 °C
aumenta su longitud a 300 µm, es decir, a mayores temperaturas, la longitud se reduce
sustancialmente (Lemmer y Lind, 2000). Con respecto al pH óptimo de crecimiento, éste se
encuentra en valores de 7-8 (Lemmer y Lind, 2000).
Los filamentos de esta bacteria no presentan movilidad, ramificaciones, ni crecimiento
adyacente, y es reconocida fácilmente por su característica de “espagueti”. Su respuesta a las
distintas tinciones es positiva (específicamente en el caso de la tinción de Neisser). Los
gránulos de polifosfato son aquellos que reaccionan positivamente a la tinción, pero bajo
ciertas condiciones puede que la bacteria reaccione negativamente (Eikelboom y van Buijsen,
1999). Con respecto a los gránulos anteriormente mencionados, éstos toman el rol de fuente de
energía como estrategia de supervivencia en ausencia de oxígeno y aumentan su ventaja de
desarrollo en plantas de tratamiento de agua; como nota aparte, los gránulos de polifosfato
tienden a reducir su tamaño en épocas de mayor temperatura. (Eikelboom, 2001). Por igual se
ha encontrado que esta bacteria es capaz de acumular lípidos.
Las condiciones que favorecen el crecimiento de M. parvicella están relacionadas con
una baja carga de lodo ≤ 0,1 kg BSB5 kg TS-1 d-1. Este valor ya mencionado en la sección
2.1.1 como BTS, depende de la carga de BSB5 en combinación con la temperatura del agua.
La temperatura óptima se encuentra alrededor de los 15 °C (ZERBERUS, 2003). Por
consiguiente, en las temporadas de invierno y primavera su crecimiento alcanza la máxima
población, mientras que a temperaturas mayores a 29 °C la bacteria es básicamente desplazada
del sistema (Lemmer y Lind, 2000). Otro factor que repercute positivamente en su crecimiento
es el cambio de zonas aeróbicas-anaerobias, es decir, la ausencia intermitente de oxígeno.
Como fue mencionado anteriormente, M. parvicella es la causante número 1 de
problemas operacionales. Debido a su crecimiento en forma de “espagueti”, ésta no permite la
compactación de los flóculos para que sedimenten apropiadamente propiciando la formación
de lodos hinchados. Debido al carácter hidrofóbico de la bacteria, el burbujeo dentro del
tanque de aireación, origina la flotación de ésta a la superficie. M. parvicella por su
característico crecimiento en forma de estambre, al subir a la superficie, trae consigo flóculos,
24
siendo esta situación la razón principal del origen de los lodos flotantes, problema que
presenta la planta de tratamiento de agua en estudio.
Esta bacteria puede ser confundida en ciertos casos con la Typ 0581 (Gram Negativo),
ya que en épocas de mayor temperatura M. parvicella pierde la capacidad de teñirse
positivamente ante la tinción Gram, tal como se muestra en la Figura 6.
Figura 6. M. parvicella teñida negativamente ante tinción Gram del 28.06.07
2.2.2.2 Typ 0092
La bacteria asignada por Eikelboom y van Buijsen (1999) con el número 0092 puede
ser observada en la Figura 7. No se encuentra identificada ni clasificada taxonómicamente en
la literatura revisada. Esta bacteria se encuentra ampliamente dispersa en plantas de
tratamiento de agua con eliminación de materia orgánica, mas no influye en la velocidad de
asentamiento de los flóculos, tal como ocurre en el caso de M. parvicella. Esto se debe a que
las hebras de esta bacteria crecen dentro del flóculo y no poseen largas longitudes, por lo que
no intervienen en la formación compacta del flóculo.
25
Figura 7. a. Typ 0092 bajo tinción Neisser del 09.05.07; b. Typ 0092 entre otras
Fuente: http://www.environmentalleverage.com/
La morfología de la bacteria se describe a partir de su longitud y diámetro, las cuales
oscilan entre 10 y 60 µm y entre 0,8 y 1,0 µm respectivamente. También se le describe con
diámetros muchos menores de 0,5 y 0,7 µm (Eikelboom, 2001). Esta bacteria no presenta
ramificaciones, crecimiento adyacente o movibilidad. Sus filamentos son rectos o ligeramente
curveados.
La respuesta ante las diversas tinciones es Gram negativa y Neisser positiva. Valga
acotar que debido a su zona de crecimiento, es fácilmente omitida en la observación
microscópica y su población es usualmente menospreciada en cantidad, por lo que es
apropiado identificarla mediante la tinción Neisser. Los filamentos de Typ 0092 aparecen
mucho más gruesos entre 1,0 y 1,2 µm para ambas tinciones, (Jenkins et al., 2004).
El crecimiento de esta bacteria se ve favorecido por una carga ≤ 0,12 kg BSB5 kg TS-1
d-1 (Kunst et al., 2000, ZERBERUS, 2003). También se considera bajo condiciones mas
específicas de 0,05 y 0,26 kg BSB5 kg TS-1 d-1 (Lemmer y Lind, 2000) y en un rango de
temperatura ≥ 20-25 °C.
Al igual que en el caso de M. parvicella, Typ 0092 se encuentra presente en tanques
con bajo contenido de oxígeno, otorgándole a ésta como a M. parvicella, la denominación de
organismos facultativos (Lemmer y Lind, 2000), los cuales se desarrollan en condiciones
26
aeróbicas, pero también anaeróbicas. Otra cualidad que comparten estas dos bacterias es su
capacidad de flotación dentro de la espuma que se forma por encima de los lodos activos. En
el caso de Typ 0092, su capacidad de flotación no se debe a ninguna característica hidrofóbica,
sino al hecho de tener una longitud corta, crecer dentro de los flóculos y su pasividad a ser
arrastrada por la espuma (Kunst et al., 2000).
Typ 0092 se presenta en conjunto con M. parvicella en este tipo de plantas de
tratamiento, ambas dominantes en distintas épocas del año. Como ya se menciono M.
parvicella se favorece en épocas de bajas temperaturas, mientras que Typ 0092 se desarrolla al
máximo a temperaturas mayores.
Typ 0092 puede ser confundida en algunos casos con la bacteria H. hydrosis (Neisser
negativa y filamentos de mayor longitud) (Jenkins et al., 2004).
2.2.3 Bacterias filamentosas subdominantes
Las bacterias filamentosas subdominantes reciben tal denominación, ya que su
crecimiento no sobrepasa en volumen al crecimiento de las bacterias denominadas
dominantes. De la misma forma, éstas sólo “aparecen” en la población bacteriana bajo ciertas
condiciones climáticas y de funcionamiento de la planta.
2.2.3.1 Typ 0041/0675
Esta bacteria es usualmente descrita en conjunto con el Typ 0675, haciendo de ambas
una especie conocida en la literatura como Typ 0041/0675. Por lo general se distingue cada
bacteria por separado. El nombre en conjunto es originario de los años 90, y es consecuencia
del hecho de que ambas bacterias son diferenciadas únicamente por su diámetro, ya que
ninguna de ellas posee una taxonomía propia.
27
Esta bacteria puede ser observada en las Figuras 8 y 9 respectivamente. El juego de
fotografías mostradas en la Figura 7 proviene de la literatura, mientras que el mostrado en la
Figura 8, fue tomado durante el período evaluativo del proyecto.
Figura 8. a. Typ 0041 bajo tinción Gram; y b. Typ 0041 bajo tinción Neisser,
Fuente:http://www.environmentalleverage.com/
Figura 9. a. Typ 0041 bajo tinción Gram del 13.06.07 y b. Typ 0041 bajo tinción Neisser
del 28.06.07
Typ 0041 es una bacteria que se encuentra mayormente en plantas de tratamiento de
agua comunales. Su aparición en este tipo de plantas es de modo subdominante en compañía
de Microthrix parvicella y el efecto que tiene esta bacteria con respecto al ISV es
insignificante.
28
Los medios en los que se reproduce esta bacteria están dictaminados por ciertas
características, tales como:
. BTS ≤ 0,1 kg BSB5 kg TS-1 d-1. Ciertos autores acuerdan una carga entre 0,03 y 0,3 kg
BSB5 kg TS-1 d-1 (Eikelboom, 1999, Knoop, 1997, Lee et al., 1983, Jenkins et al. 1984)
. Ausencia o cantidades reducidas de fuentes de carbono y nitrógeno
. Desarrollo beneficiado a temperaturas alrededor de 20 y 25 °C donde su crecimiento
es relativamente rápido, a diferencia de temperaturas alrededor de 5 °C en las cuales la
bacteria es prácticamente desplazada del tanque de lodos activos
. Rango óptimo de pH entre 6,8 y 7,2 (Trick, 1982)
Typ 0041 es reconocida de acuerdo a sus características morfológicas particulares.
Entre ellas se pueden destacar el intenso crecimiento bacteriano alrededor de ella, el cual no se
hace presente u ocasionalmente presente en el caso de aguas residuales de origen industrial.
En algunos casos se reconoce únicamente observando sus extremidades, las cuales se
encuentran libres de crecimientos adyacentes.
Esta bacteria es recta o ligeramente curva, su longitud oscila entre 50 y 500 µm y
presenta un diámetro de entre 0,8 y 2 µm. Se encuentran encerradas en vainas, no siempre
apreciables por observación microscópica y no presenta ramificaciones de ningún tipo.
Eikelboom (1999) menciona en la descripción de la bacteria, que esta puede raramente mostrar
ramificaciones. En este caso, la célula contiene pequeños gránulos de azufre que reaccionan
ante el test de azufre positivamente débil, e incluso es capaz de almacenar gránulos de PHB.
No se encuentra definida la reacción que esta bacteria presenta ante las distintas
tinciones. Ante la Gram, reacciona usualmente de forma positiva, mas es considerada como
una tinción Gram variable, e incluso es considerada como una tinción poco clara
(ZERBERUS, 2003), mientras que ante la tinción Neisser reacciona negativamente. En la
literatura se indica, que bajo ciertas condiciones se produce la formación de una capa
superficial sobre la célula que le permite a la bacteria mostrarse gris ante la tinción Neisser
(Jenkins et al., 1993).
29
Las cadenas pertenecientes a esta bacteria pueden ser confundidas con S. natans (Gram
Negativo) cuando su diámetro es mayor al normal, y con Typ 021N (Gram Negativo) o con
Thiothrix (gránulos de azufre y Gram Negativo).
2.2.3.2 Typ 1863
Typ 1863 es una bacteria usualmente encontrada en plantas de tratamiento de agua
con altas cargas de contaminación, 0,3 - 0,6 kg BSB5 kg TS-1 d-1 (Jenkins et al., 1993), y con
baja retención de oxígeno. El estudio de esta bacteria no es avanzado por lo que la relación
entre su crecimiento y las condiciones de funcionamiento de la planta no se conocen con
precisión. Esta bacteria puede ser observada en las Figuras 10 y 11 bajo las distintas tinciones
aplicadas.
Figura 10. a. Typ 1863 bajo tinción Gram, y b. Typ 1863 bajo tinción Neisser,
Fuente:http://www.environmentalleverage.com/
30
Figura 11. a. Typ 1863 bajo tinción Gram del 13.06.07 y b. Typ 1863 bajo tinción Neisser
del 30.05.07
Algunos autores sugieren que la cantidad de oxígeno presente en los distintos tanques
de lodos activos es la clave del desarrollo de este tipo de bacteria. En sus investigaciones
Scruggs y Randall (1998), llegaron a la conclusión de que a una concentración de 0,1 mg/l el
organismo alcanza un gran crecimiento. En situaciones de mayor contenido de oxígeno la
bacteria deja de presentarse como una bacteria filamentosa y pasa a presentarse en forma
unicelular.
Este microorganismo no tiene mayor influencia sobre la velocidad de asentamiento ni
sobre los lodos, más si influye sobre la formación de espuma. Las características morfológicas
de esta bacteria son: su hebra es curveada y en ciertos casos se encuentran ligadas entre ellas;
no se encuentran dentro del flóculo sino con frecuencia en la fase líquida. Presenta una
longitud oscilante entre < 200 µm y <150 µm dependiendo de los autores consultados. De la
misma forma los autores discrepan de su diámetro, los cuales le otorgan un diámetro de 0,8
µm (ZERBERUS, 2007), un intermedio entre 0,5 y 0,8 µm (Eikelboom, 2001) y un diámetro
máximo entre 0,8 y 1,0 µm (Jenkins et al, 2003).
La forma de las células se describe como ovalada o esférica, y el espacio entre ellas es
plenamente observable. A diferencia de Typ 0041, esta bacteria no presenta crecimiento
adyacente bajo ninguna circunstancia.
31
Con respecto a la respuesta ante las distintas tinciones, esta bacteria reacciona en
ambas pruebas negativamente, aunque es considerada como variable bajo la tinción Neisser,
ya que muestra gránulos Neisser positivos dentro de las células.
Como nota aparte, las cadenas pertenecientes a esta bacteria pueden ser confundidas
con “estreptococos” (Gram positivos) y Typ 0211 (cadenas mucho más delgadas).
2.2.3.3 Sphaerotilus natans
S. natans se puede observar en las fotografías mostradas en las Figuras 12 y 13. El
juego de fotografías mostradas en la Figura 12 fue obtenido de la literatura estudiada, mientras
que el correspondiente a la Figura 13, incluye fotografías tomadas durante la evaluación
microscópica, las cuales fueron de gran ayuda en la identificación de S. natans durante el
proyecto.
Figura 12. a. S. natans bajo tinción Gram, y b. S. natans bajo tinción Neisser,
Fuente:http://www.environmentalleverage.com/
32
Figura 13. a. S. natans bajo tinción Gram del 02.05.07 y b. S. natans bajo tinción Gram
del 24.05.07
Esta bacteria en particular está relacionada con plantas de tratamiento de agua con una
alta carga de lodo, BTS ≥ 0,15 kg BSB5 kg TS-1 d-1. Este organismo se encuentra usualmente
en ambientes donde la carga de carbono y fósforo son relativamente bajas, al igual que la
retención de oxigeno (ZERBERUS, 2007). Otros autores presentan en sus trabajos diversos
factores que promueven su crecimiento. Entre estos factores se puede mencionar la
temperatura, la cual se encuentra en un rango entre 5 y 20 °C. La dependencia proporcional a
la temperatura, puede ser observada en la Figura 14. Este tipo de comportamiento se da en
condiciones ideales, es decir, valores de pH entre 6 y 9, incluyendo una buena disponibilidad
de oxígeno (Scheuring und Höhnl, 1956). Debido a su vivaz crecimiento es primordial la
necesidad de oxígeno.
Figura 14. Crecimiento de Sphaerotilus natans en directa proporcionalidad con la
temperatura (Scheuring und Höhnl, 1956)
33
Entre sus características morfológicas se puede mencionar que su longitud se encuentra
entre 100 y 1000 µm, aunque ciertos autores (Jenkins, 2004) difieren y le designan longitudes
entre 100 a 500 µm. Su estructura es recta o ligeramente curva. Las células de esta bacteria
tienen forma baciliforme, y cada una de ellas posee una longitud de 1,5 hasta 5 µm y un
diámetro entre 1,2 y 2 µm, aunque otros autores le calculan dimensiones de 1,6 x 2,5. Estas
bacterias se encuentran dentro de una vaina claramente observable microscópicamente, la cual
no encierra gránulos de azufre, mas si de PHB. La literatura (Eikelboom, 2001) aclara que en
el caso de aguas residuales provenientes de industrias y no de origen doméstico, estas
bacterias pueden almacenar distintos tipos de sustancias como reserva.
La bacteria también puede presentar crecimiento bacteriológico secundario a su
alrededor, mas éste usualmente no es observado; en la mayoría de los casos, este crecimiento
se debe a que el filamento de la bacteria dejó de crecer.
Una característica única de esta bacteria son sus ramificaciones falsas. Estas tienen
distintos orígenes. En primera instancia pueden ser producto de células individuales adheridas
a la vaina de la bacteria, obteniendo así crecimiento propio o en tal caso por lesionamiento de
la vaina original, la cual permanece abierta y por esta apertura ocurre el crecimiento de una
bacteria secundaria. Bajo las distintas tinciones, esta bacteria reacciona negativamente. Debe
mencionarse que debido a su forma de crecimiento, tiene un efecto importante sobre los
valores de ISV (Rheinheimer, G, 1991).
Como nota aparte esta bacteria puede ser confundida con otras similares a su
morfología, entre ellas Typ 0041 (células de menor longitud), Typ 021N (no presenta
crecimiento adyacente) o Typ 0961 (células mucho mas largas).
Además de bacterias, se pueden observar microorganismos que entran en la categoría
de indicadores. Estos serán descritos a continuación, además de su importancia dentro del
proyecto de trabajo.
34
2.2.4 Microorganismos indicadores
Estos microorganismos sirven en el campo de plantas purificadoras como indicadores
de la carga de lodo que reciben los tanques de lodos activos. A partir de la carga de lodo
interpretada por la presencia de estos microorganismos indicadores se pueden realizar
evaluaciones del estado de funcionamiento en el que se encuentra la planta de tratamiento.
La Magistratura de cada Estado alemán posee distintos parámetros que deben ser
acatados por las distintas compañías que descargan aguas tratadas a los ríos. La empresa
DaimlerChrysler AG en el poblado de Wörth, se rige por las leyes del estado de Baden
Wüttemberg. Sin embargo, en el caso de microorganismos indicadores o parámetros
determinantes de la carga de lodo dentro de los lodos activos en el tratamiento de agua, estas
se rigen por la Magistratura del Estado de Bavaria.
No todos los organismos presentes pueden servir de indicadores; idealmente son
organismos fácilmente reconocibles, cuantificables y que son únicamente observados bajo
ciertas condiciones de funcionamiento. Se empleo como parámetro de seguimiento el modelo
de la Magistratura del Estado de Bavaria mostrado en la siguiente Tabla 4.
35
Tabla 4. Bacterias como microorganismos clasificados según carga de lodo o relación F/M
2.2.4.1 Relación con la carga de lodo en los lodos activos
Este parámetro puede ser obtenido mediante una simple operación matemática a partir
de otros parámetros medidos en el laboratorio como pruebas estándares, tales como el BSB y
el TS, ya que la carga de lodo es el cociente de la relación entre estos dos parámetros.
Asimismo el BTS es un parámetro indicador de la población bacteriana que se desarrolla en
los lodos activos, ya que no todas las bacterias pueden vivir en los mismos medios a iguales
condiciones.
36
Esta serie de elementos aquí mencionados forman parte de un ciclo que debe ser
estudiado para poder conocer la población con la que se cuenta y su comportamiento. Al no
cumplirse los parámetros fijados se pueden tomar las medidas preventivas pertinentes.
Es importante saber que las tres primeras casillas de la Tabla 4 se presenta una
clasificación clara acerca de la carga de lodo, según la presencia de ciertos grupos de
microorganismos, es decir, despliega según estos grupos valores límites para la carga de lodo
y será de gran ayuda en futuras discusiones.
La clasificación mencionada está dada por “schwachbelastet” equivalente a una carga
débil o menor, “mittelbelastet” equivalente a una carga media, y “hochbelastet” la cual
equivale a una carga alta, todas directamente ligadas a los microorganismos que se muestran
en la Tabla 4 (Magistratura del Estado de Bavaria, 1992).
Esta clasificación posee un valor de BTS respectivo a cada caso, el cual se muestra en
la Tabla 5.
Tabla 5. Clasificación de carga de lodo respectivo a valores específicos de BTS (Magistratura
del Estado de Bavaria, 1992)
Carga de lodo o relación F/M
BTS [Kg BSB5/Kg TS d]
Carga menor
< 0,15
Carga media
0,15-0,4
Carga alta
>0,4
A través del monitoreo de la carga de lodo se puede relacionar la ocurrencia de
microorganismos indicadores con la carga. Con base en esta relación se llevó a cabo el
procedimiento utilizado para analizar el funcionamiento de la planta de tratamientos de agua
referida.
3. MATERIALES Y METODOLOGÍA
3.1 Descripción del objeto de evaluación
En la sección 1.2 fueron mencionadas las características de la planta de tratamiento de
agua. El presente proyecto se enfocó en los tanques de lodos activos, denominados tanques de
lodos activos aireados.
Ya que parte del análisis clave del funcionamiento de la planta es el monitoreo del
crecimiento bacteriano dentro de dichos tanques, se evaluaron aquellos factores involucrados
en el proceso, tales como:
-
evaluación microscópica de los microorganismos observados
-
monitoreo de los microorganismos indicadores
-
posible aparición de nuevas bacterias
La evaluación microscópica se aplicó a muestras tomadas en los 4 tanques existentes,
aunque la mayoría de los resultados corresponden a los tanques de aireación 8 y 9. Vale
aclarar que estos dos tanques procesan los mayores caudales de lodo, siendo estos dos los más
representativos del sistema.
3.2 Análisis Microscópico
El proceso de microscopía fue realizado regularmente durante un período de 5 meses,
con una pausa de aproximadamente un (1) mes, motivado a un accidente dentro de la planta, lo
cual impidió el ingreso a la planta de tratamiento de agua por prevenciones sanitarias. Durante
este período de tiempo, las muestras fueron tomadas por la tesista Catherine Gnacke, quien
también se encontraba realizando trabajos en la planta de tratamiento de agua y aunque no se
llevaron a cabo las evaluaciones microscópicas en vivo, si se realizaron las tinciones de las
muestras recogidas durante este lapso.
38
A través de la observación microscópica se pueden evaluar un amplio rango de
caracteres. En este caso se puede mencionar el monitoreo del crecimiento bacteriano, sus
oscilaciones en el crecimiento, la regularidad en su densidad poblacional, y al mismo tiempo
la observación de microorganismos que sirven de indicadores en cuanto a la calidad del agua.
3.2.1 Toma de muestras
Las muestras fueron tomadas directamente de los tanques de lodos activos, los cuales
se corresponden a cuatro tanques paralelos. Las muestras fueron tomadas siempre en la misma
localización, por encima del área directa de aireación y durante los períodos de aireación, para
así garantizar muestras homogéneas.
La toma de muestras se realizó, en su mayoría, en las horas de la mañana cerca del
medio día o temprano en la tarde. Las muestras eran tomadas con ayuda de un envase con
mango de 1000 ml a una profundidad de aproximadamente 0,8 m, y transportadas al
laboratorio en envases de 500 ml.
3.2.2 Preparado en vivo
Para preparar la muestra, en primer lugar esta debe ser homogeneizada, ya que debido
a la rapidez con que se sedimentan los flóculos. Esta debe ser agitada con el objetivo de tomar
una muestra lo mas homogénea posible. Solo se coloca una gota de la muestra encima del
portaobjeto y se cubre con un cubreobjetos. Posteriormente pasa a ser examinada a través del
microscopio electrónico.
3.2.3 Preparación del frotis
El material que se va a observar debe ser “fijado” o pegado sobre el portaobjeto, de
manera que durante la tinción la solución de colorante no arrastre la capa de células colocadas
sobre el portaobjeto. La preparación de la muestra de esta forma, se llama frotis.
39
La preparación del frotis comprende tres etapas:
1. Extensión del material sobre el portaobjeto
2. Secado de la preparación
3. Fijado o adhesión de las células al portaobjeto
La extensión de la sustancia en cuestión consiste en colocar una gota sobre el porta
objetos y extenderla a través de este mismo hasta obtener una lámina fina de la sustancia; este
preparado debe ser expuesto a temperatura ambiente para su secado, el cual tomará entre 12 y
24 horas; preferiblemente se llevan a cabo las tinciones al día siguiente de haber sido
preparada la muestra. Después del período de secado se fija la muestra al portaobjetos por
medio del pase de éste a través de la llama de un mechero Bunsen, con el fin de evitar que la
muestra se corra o se deteriore durante el proceso de tinción.
3.2.4 Tinciones
Las ventajas de realizar tinciones son:
1. Al teñir los microorganismos se incrementa el contraste con sus alrededores y por tanto
son mucho más visibles e identificables.
2. Ciertas tinciones ayudan a identificar estructuras en las células que de otra manera no
podrían ser vistas. El uso de aceite de inmersión durante la evaluación microscópica
permite una mayor magnificación, la cual es necesaria para las preparaciones teñidas.
3.2.4.1 Colorantes
Los colorantes reaccionan químicamente con la célula bacteriana pero no con sus
alrededores, permitiendo así distinguir las bacterias. Por lo tanto, la mayor ventaja de la
tinción es la de proveer de un contraste entre el microorganismo y sus alrededores, por medio
40
del cual se logra una diferenciación entre los distintos tipos de morfología, permitiendo así el
estudio de la pared celular, cápsulas y esporas.
La mayoría de los colorantes son compuestos orgánicos que tienen alguna afinidad
específica por los materiales celulares.
Los colorantes básicos, o colorantes catiónicos cargados positivamente, se combinan
fuertemente con los constituyentes celulares ácidos cargados negativamente, tales como los
ácidos nucleicos y los polisacáridos. La célula bacteriana que en medio de pH cercano a la
neutralidad se encuentra cargada negativamente, se combina con los colorantes básicos,
cargados positivamente, con lo cual queda teñida. Por esto, son excelentes colorantes
generales. Ej. Violeta cristal y la safranina.
Los colorantes ácidos o aniónicos, cargados negativamente, son moléculas que se
combinan con constituyentes celulares cargados positivamente, como muchas proteínas.
3.2.4.2 Tinción Cristal Violeta (Determinación de la densidad filamentosa)
El Violeta Cristal pertenece al grupo de colorantes básicos de anilina. Es un colorante
de base trimetilmetano. Este colorante tiñe por medio de adición directa a las estructuras
capaces de absorber el colorante y posee efectos metacromáticos (la tinción aparece de un
color rojo o de una gama de diferente de azul). Con el objetivo de evitar dicho efecto, el
colorante en sí debe ser diluido fuertemente.
Usualmente es preferible diluir este tipo de colorante por su carácter básico en alcohol
ya que desfavorece su efecto metacromático. Para la tinción de bacterias se utiliza agua
destilada como medio de dilución.
La solución colorante empleada fue la Solución A de Violeta Cristal Merck 9218;
diluido al 0,2 % con agua destilada (Lemmer y Lind, 2000).
41
La técnica consiste en los siguientes pasos:
1. Se añade una gota de violeta cristal encima del preparado seco.
2. En seguida esta se cubre con un cubreobjetos.
3. El fluido restante es absorbido por papel absorbente.
4. La muestra es inmediatamente examinada bajo luz oscura. Este efecto es logrado
colocando un lente azulado entre la fuente de luz y el portaobjeto, oscureciendo la
observación microscópica.
También se evaluó la densidad filamentosa según técnica y escala ajustada por Knopp,
(1997) descrita en la Tabla 6. Este tipo de tinción en conjunto con su respectiva interpretación,
son claros indicativos de la calidad compacta del flóculo, que se tiene bajo ciertas condiciones,
es decir, según la clasificación que se da a continuación, se describe que tan compacto se
encuentran los lodos como sistema. Este tipo de evaluación conlleva a una clara interpretación
de la capacidad de asentamiento de los flóculos y la cantidad de bacterias filamentosas que se
encuentran interrumpiendo el proceso de floculación.
Tabla 6. Presentación de la escala utilizada en la evaluación de la densidad filamentosa luego
de la tinción Violeta Cristal. (Knopp, 1997)
Densidad
filamentosa
Descripción
Preparado, el cual aparentemente no contiene filamentos. Lodo sin filamentos
0→ 1
no existe, ya que la concepción de un copo ideal contiene cierta cantidad de
ellos. Le sirven como "columna vertebral" otorgándole soporte y resistencia
ante turbulencias dentro de los tanques de sedimentación secundaria.
2
3→ 4
Preparado, el cual contiene una cantidad muy pequeña de filamentos.
Preparado, el cual presenta una mayor cantidad de filamentos.
Preparado, el cual contiene una cantidad significante de filamentos. Los
5
floculos no se encuentran entre ellos a través de filamentos entrelazados, sino
reconocidos como floculos unitarios.
42
Preparado, el cual contiene una cantidad significante de filamentos. Algunos
5→ 6
flóculos se encuentran entre ellos entrelazos por medio de filamentos, otros
floculos son reconocidos como floculos unitarios .( No es posible presentar una
asignación ordenada entre las etapas 5 y 6)
Preparado, el cual contiene una gran cantidad de filamentos. Todos los flóculos
6
se encuentran conectados a través de éstas.
Preparado, el cual presenta una gran cantidad incluso masiva de filamentos.
6→ 7
Algunos flóculos como filamentos se encuentran de tal forma conectados entre
si que no se pueden distinguir unos de otros; por otro lado aun se pueden
visualizar algunos pocos por separado.
Preparado, el cual presenta una masiva cantidad de filamentos. En preparados
7
que no han sido diluidos, no se puede distinguir flóculos de filamentos debido
al grado de interconexión. Por medio de dilución en relación 1:30 es posible
distinguir entre ellos como cuerpos unitarios.
Las muestras ya teñidas se observan en el microscopio y son evaluadas por medio de la
escala aquí presentada. Gracias a la observación bajo luz oscura, la coloración de los flóculos
es violeta mientras que las bacterias filamentosas toman una coloración naranja.
3.2.4.3 Tinción Gram
La tinción diferencial mas extensamente utilizada es la tinción Gram. De acuerdo a la
reacción a la tinción, las bacterias pueden dividirse en dos grupos: Gram Positivas y Gram
Negativas. Su principal aplicación es la identificación de bacterias con fines taxonómicos, ya
que indica diferencias fundamentales en cuanto a su estructura y composición de la pared
celular (Lemmer y Lind, 2000).
Soluciones Colorantes:
Set de Colorantes Merck
Solución A: Violeta Cristal (20 %) Merck 9218
Solución B: Lugol Merck 9251 (Yodo- Solución Calcio iodado Merck 9251)
43
Solución C: Etanol Merck 972
Solución D: solución de safranina Merck 9217
La técnica involucra los siguientes pasos:
1. Se tiñen las células con un colorante básico (Violeta Cristal) y se deja reposar por 90
seg. y luego se lava con agua destilada.
2. Se tratan con un mordiente, lugol y se deja actuar por 60 seg. Nuevamente se lava con
agua destilada.
3. Se agrega un agente decolorante, alcohol al 95%, igualmente se deja actuar por 60 seg.
4. Se agrega un colorante de contraste, Solución D.
Un mordiente es una sustancia que aumenta la afinidad entre la célula y el colorante, y
ayuda a la fijación del colorante. Ejemplos de mordientes son los ácidos, las bases, las sales
metálicas y el lugol (solución yodo-yodurada); la célula se tiñe mas intensamente bajo la
acción mordiente, siendo mucho mas difícil de lavar el colorante.
El decolorante es la sustancia que elimina el colorante de la célula teñida. Algunas
células se decoloran mucho mas fácil que otras. En la tinción de Gram, el tipo de
decoloración, es lo que sirve para diferenciar distintos tipos de bacterias.
El colorante de contraste permite dar a las células decoloradas un color distinto al de
las células que no se han decolorado.
Las células que retienen el colorante básico inicial se denominan Gram positivas,
mientras que aquellas que decoloraron y toman el colorante de contraste se denominan Gram
negativas. Las causas de esta diferenciación se deben a la estructura de la pared celular.
Las células Gram Positivas y Gram Negativas difieren significativamente en la
estructura de la pared celular, como se puede observar en la Figura 15.
44
Membrana
Peptidoglucano
Membrana
Gram +
Lipopolisacarido
y proteina
Gram -
Figura 15. Comparación de las paredes celulares de bacterias Gram Positivas y Gram
Negativas (Kunst et al., 2000)
Las bacterias Gram Negativas contienen solo una capa de peptidoglucano rodeada por
una fina membrana exterior compuesta de lipopolisácaridos (LPS). La región entre el
peptidoglucano y las capas de LPS es llamado espacio periplasmático y es una región que
contiene enzimas y proteínas de transporte. El complejo violeta-yodo es fácilmente removido
de la capa de LPS y de la fina capa de peptidoglucano cuando es tratado con un solvente, el
cual fácilmente penetra al interior y atraviesa la capa externa (Kunst et al., 2000).
Para entender mejor aún el proceso que se lleva a cabo, se debe comprender la
estructura de la pared celular. En el caso de las bacterias Gram Negativas, éstas poseen una
membrana extra que recubre la capa de peptidoglucano. Esta membrana es bipolar, la cual
contiene una capa de lípidos fosfóricos con sus terminaciones no polares direccionadas hacia
adentro y las terminaciones polares en dirección hacia afuera.
Durante la tinción de Gram las células son tratadas con Cristal Violeta y luego con un
mordiente (lugol), dando lugar a un complejo dentro de la célula. Cuando una bacteria Gram
negativa es lavada con un agente decolorante (en este caso un alcohol), el lípido en la
membrana extra es disuelto y removida, disrumpiendo la segunda capa incrementando su
permeabilidad. Así se lava el complejo Cristal Violeta-lugol permitiendo la coloración con un
45
segundo colorante. En el caso de las bacterias Gram Positivas, el alcohol causa la reducción de
los poros en la capa de peptidoglucano, encerrando así el complejo Cristal Violeta-lugol.
3.2.4.4 Tinción Neisser
Ciertas bacterias forman dentro de su estructura celular gránulos, por ejemplo gránulos
de polifosfato. A través de la tinción Neisser estos gránulos se teñirán en tonalidades azul
oscuro tendiendo a negro (Lemmer y Lind, 2000).
Soluciones Colorantes empleadas durante esta tinción:
Solución A: Azul de metileno en solución (0,1 %) Merck 9238
Solución B: Violeta Cristal en etanol Merck 9239 (0,33 %)
Solución C: Solución de crisoidina Merck 9240 (0,33 %)
La técnica involucra los siguientes pasos:
1. Se prepara una solución 2:1 con las respectivas soluciones Merck específicas para esta
tinción, A y B.
2. Se añade una gota de la solución preparada sobre la muestra y se dispersa con el fin de
que cubra toda la superficie se deja actuar por 10 a 15 seg.
3. Luego de transcurrido el tiempo se vierte el exceso de solución.
4. Se añade a continuación la solución C y se deja actuar alrededor de 45 seg.
5. Luego de transcurrido el tiempo se vierte el exceso de solución.
6. Se lava el reverso del portaobjetos con agua de tubería, se deja secar y a continuación se
lleva al microscopio a ser evaluado con campo de luz clara.
3.2.5
Evaluación de las muestras
En la Tabla 7 se presenta de forma resumida las distintas tinciones y procedimientos
con el fin de conocer con exactitud que método corresponde a cada tipo de muestra.
46
Tabla 7. Guía de la evaluación y método de tinción a seguir
Tipo de Preparado
Evaluación
Preparado vivo
Estimación de la fauna en agua residual
Evaluación de densidad
Método de evaluación
Tinción Cristal Violeta
Evaluación de especies presentes y
Preparado en seco
propiedades respectivas a la pared
Tinción Gram
celular
Evaluación de especies presentes y
granulado fosfático.
Tinción Neisser
Como se explicó anteriormente, se realizaron distintas evaluaciones. Para cada una de
ellas se registraron resultados de forma similar a través de una documentación simbólica, la
cual puede ser apreciada a través de las siguientes tablas presentadas a continuación.
Los criterios expuestos en la Tabla 8 están destinados a la evaluación poblacional de
las bacterias filamentosas, ya que estas no pueden ser cuantificadas a través de la observación
microscópica. Estos indicadores se tomaron de Eikelboom y van Buijsen (1999)
Ha de aclararse que la documentación numérica aquí mencionada tanto para la Tabla 8
como para la Tabla 9 es una escala arbitraria asignada a la documentación simbólica con el
único objetivo de tener un valor numérico con el cual graficar el comportamiento observado.
Tabla 8. Documentación numérica con respecto a la evaluación poblacional de bacterias
filamentosas
Documentación
simbólica
-
Descripción
Nula visualización de hebras en la
muestra
Documentación Numérica
0,50
47
Visualización parcial de hebras en
±
muestra. Correcta percepción, mas no al
1,00
primer plano visual.
+
Cantidad apreciable en muestra.
1,50
Algunos cientos por campo visual.
Cantidad masiva de hebras.
++
Visualización perfecta por medios de
2,00
examinación microscópica.
En cuanto a la población de los microorganismos que sirven como método indicativo,
también se hizo una escala evaluativa. Esta documentación se muestra en la Tabla 9.
Tabla 9. Documentación numérica con respecto a la evaluación poblacional de
microorganismos (Eikelboom y van Buijsen, 1999)
Documentación
Descripción
Documentación Numérica
-
Ausente
0,50
±
Ocasionalmente visualizadas
1,00
+
Entre 5 y 10 células o partículas
1,50
++
Mas de 10 células o partículas por prueba
2,00
simbólica
Ambas tablas muestran las escalas utilizadas con sus respectivas aclaraciones; sin
embargo, la documentación es vaciada en una única hoja de cálculo Excel, donde se agrupan
todos los datos y simultáneamente se llevan a la escala respectiva, para luego ser plasmada en
diagramas, y así observar mejor el comportamiento de cada parámetro a evaluar.
En el Anexo IIIA se presenta la tabla modelo utilizada con el propósito de registrar los
datos y llevarlos a la debida documentación numérica expuesta en las Tablas 8 y 9 para su
48
posterior interpretación. Debe mencionarse que no hubo una única tabla de recopilación
durante el período de evaluación. Esta fue modificada debido a la identificación de nuevos
microorganismos y según las nuevas necesidades, estas también fueron anexadas.
3.2.6 Identificación de nuevas bacterias filamentosas (subdominantes)
Dentro del proyecto de pasantía, como ya fue mencionado, se encontraba el monitoreo
del crecimiento bacteriano. Durante la evaluación microscópica se observaron bacterias, que
no habían sido documentadas dentro del laboratorio de la planta de agua.
Debido a estos nuevos eventos, se decidió llevar el control de la ocurrencia de estas
nuevas bacterias con el propósito de evaluar sus posibles efectos dentro de la poblacional
regular y sus posibles consecuencias en el funcionamiento de la planta.
Para ello se incluyeron las nuevas bacterias como parte de la evaluación microscópica
dentro de la tabla de documentación. Por lo tanto se fotografiaron con regularidad con el fin de
tener un soporte visual de comparación con la literatura disponible y procurar su
identificación.
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Antes de presentar los resultados obtenidos con sus respectivos análisis, deben hacerse
ciertas aclaratorias previas para poder entender el desarrollo de los resultados.
Como ya fue explicado, el proyecto aquí presentado está basado en la observación del
crecimiento bacteriano en los lodos de la planta de tratamiento, la identificación de bacterias
no reportadas anteriormente, así como la relación de aparición entre ellas.
Con el transcurso del tiempo se observaron distintas bacterias que no habían sido
documentadas y las cuales se encontraban presentes en los tanques de lodos activos. Por ello
se comenzó a hacer el seguimiento a su crecimiento y aparición en las distintas pruebas
rutinarias que se llevaban a cabo en el departamento de ambiente. También debe mencionarse
que no solo fue documentada la aparición de estas bacterias, sino la aparición de nuevos
microorganismos indicadores. En las gráficas que se presentan con los resultados no se
incluyen las bacterias determinadas como subdominantes, ya que los datos no fueron
suficientes para realizar una comparación significativa, más si se explicará su significado.
La documentación relacionada con bacterias identificadas como nuevas para la planta
evaluada, se presenta en el Anexo IIIB.
En los diagramas mostrados bajo la sección de “Planta de tratamiento de agua Wörth”Figura 2, se pueden observar los cuatro tanques de lodos activos enumerados del 7 al 10. Cada
uno de estos tanques fue incluido en el estudio ya mencionado. Por razones de
representatividad los tanques de mayor interés son el # 8 y # 9, ya que reciben un mayor
caudal de agua residual proveniente del distribuidor, denominados como BBI y BBII
respectivamente.
50
4.1 Crecimiento bacteriano
El ISV está íntimamente relacionado con el crecimiento bacteriano. Este mismo varía
de acuerdo al desarrollo de las diferentes bacterias presentes en los lodos activos. Los valores
de ISV fueron suministrados por el laboratorio propio de la empresa que opera la planta de
tratamiento de agua.
En este informe de pasantía no se dispone de los datos operacionales relacionados con
el funcionamiento de los equipos en las diferentes etapas, ya que son propiedad de la empresa.
.
Con la información hasta ahora manejada, se conoce que el valor de ISV representa un
parámetro vital para interpretar el funcionamiento de la planta, ya que se relaciona
directamente con la capacidad de asentamiento de los flóculos.
4.1.1 Índice de volumen de lodo
El proyecto de pasantía se desarrolló durante los meses de marzo y julio del año 2007.
En la Figura 16 se presenta el comportamiento de la planta para el período de un (1) año
correspondiente al 2006. En esta figura se muestra la variación del ISV con respecto a la
temperatura de entrada a los tanques de aireación de lodos activos. Se toma como referencia el
comportamiento del año 2006 para observar algún cambio significativo en el funcionamiento
de la planta durante el año 2007.
Antes de desplegar las Figuras 16 y 17 debe mencionarse, que el eje respectivo a la
temperatura de los tanques aireados se encuentra invertido para una fácil interpretación.
51
Figura 16. Relación ISV con respecto a la temperatura del tanque aireado BBI, año 2006
La Figura 17 representa el período de tiempo de la pasantía, en el cual se incluyeron
los primeros meses del año ya que se contaba con la información respectiva al ISV.
Figura 17. Relación ISV con respecto a la temperatura a la salida del tanque aireado BBI
para un período de 7 meses en 2007
Debe tenerse en cuenta que la temperatura para el caso de la Figura 16 no es la misma
que la temperatura utilizada para el año 2007 (Figura 17). En el caso de la Figura 16, la
temperatura utilizada es aquella medida a la entrada de los tanques de aireación, mientras que
52
la temperatura en el caso de la Figura 17, es aquella medida en la descarga de los tanques
aireados y por lo tanto representa la temperatura a la que se encuentra el tanque de lodos
activos.
La temperatura de salida de los tanques aireados para el año 2006 no estaba disponible,
por lo cual se decidió utilizar la temperatura de entrada con el objetivo de ilustrar a grosso
modo el comportamiento del ISV con respecto a la temperatura.
4.1.1.1 Dependencia del ISV con la temperatura
En las Figuras 16 y 17 se observa que a medida que la temperatura aumenta, disminuye
el ISV, siendo inversamente dependientes. Esta dependencia no puede ser explicada por
relaciones matemáticas, sino por la estructura morfológica del flóculo y su interacción con las
bacterias filamentosas.
Mientras mayor es el valor numérico del ISV con respecto al valor límite establecido
(150 ml/g), peor es la capacidad de asentamiento del flóculo en la zona de sedimentación
secundaria y viceversa, lo cual estaría ocurriendo en los meses de menor temperatura.
Se conoce que este comportamiento se debe a la interacción entre las bacterias
filamentosas y su efecto en la formación del flóculo. En la sección de “bacterias filamentosas
dominantes” se expuso el comportamiento de éstas con respecto a la temperatura y en los
períodos de tiempo en los cuales su máximo crecimiento. M. parvicella es la bacteria
filamentosa que en el presente caso afecta en mayor proporción el desarrollo de los lodos
activos. Según la información consultada, a temperaturas altas el crecimiento de M. parvicella
disminuye de forma drástica, por lo cual, los flóculos en estos períodos de tiempo tienden a ser
más compactos, y por lo tanto disminuye el ISV.
A nivel operativo, la planta de tratamiento de agua funciona en mejores condiciones en
los meses calurosos del año, ya que la capacidad de asentamiento mejora. Esto fue
comprobado con las mediciones del ISV y la cantidad de lodo de exceso redireccionado tanto
53
a los tanques aireados como a los tanques de denitrificación, los cuales son ricos en fuentes de
alimento, y no poseen alto contenido de agua.
El período de pasantía cubrió los meses de marzo y finales de julio, es decir, épocas en
las que las temperaturas aumentan y el mejoramiento en el funcionamiento en los tanques
aireados es notable.
A continuación se puede observar en la Figura 18 uno de los tanques aireados de la
planta bajo condiciones ideales, es decir, carente de espuma o cualquier problema descrito
anteriormente relacionado con el crecimiento excesivo de bacterias filamentosas, como son los
lodos hinchados y los lodos flotantes.
Figura 18. Vista tanque BBI (N°8) durante período de aireación
Debido a los problemas ya mencionados que sufre esta planta de tratamiento de agua
en particular, se han tomado medidas para reducir la frecuencia de formación de los lodos
hinchados y flotantes. Estas medidas son producto del trabajo de doctorado de Birte
Bauernsdistel, el cual se centró en la búsqueda de soluciones viables a los problemas
comentados. Una de las soluciones consistió en el uso de cloruro de polialuminio, el cual es un
compuesto floculante introducido continuamente en el distribuidor, como se puede observar en
la Figura 19.
54
Figura 19. Inyección de cloruro de polialuminio en el distribuidor
A finales de junio de 2007, los valores del ISV aún propasaban el límite establecido
para éste parámetro, por lo que se continuó con la inyección de cloruro de polialuminio en la
planta como medida correctiva. A partir del 17 de julio de 2007 se decidió detener la
inyección del cloruro de polialuminio, en vista de que los valores del ISV registrados se
mantuvieron exitosamente por debajo del límite de 150 ml/g. El comportamiento del ISV fue
observado posteriormente y no mostró señales de aumento, por lo que se mantuvo la decisión
de cese de inyección del producto.
4.1.2 Relación entre las bacterias filamentosas y el ISV
Las Figuras 20 y 21 muestran la relación entre el crecimiento de las bacterias bajo la
clasificación de Gram Positivas y Gram Negativas y el ISV para los tanques BBI y BBII.
55
Figura 20. Comportamiento de bacterias bajo la clasificación de Gram Positivas y
Negativas con relación al ISV del tanque aireado BBI de lodos activos
Figura 21. Comportamiento de bacterias bajo la clasificación de Gram Positivas y
Negativas con relación al ISV del tanque aireado BBII de lodos activos
El comportamiento es similar para ambos tanques, lo cual era de esperar. En el caso de
las Gram Positivas, éstas disminuyen simultáneamente con los valores obtenidos del ISV,
mientras que las Gram Negativas aumentan. Esta alternancia de crecimiento se observa a
finales de Abril y principios de Mayo. Según los resultados obtenidos de la evaluación
microscópica, las bacterias dominantes, M. parvicella y Typ 0092, reflejan el comportamiento
56
de las bacterias clasificadas como Gram Positivas y Gram Negativas respectivamente. Por ello
se inició un estudio detallado de estas dos con respecto al ISV.
En las Figuras 22 y 23, se presenta la relación entre el crecimiento de las bacterias
filamentosas dominantes y el ISV para cada uno de los tanques aireados tomados en cuenta
como representativos para el proyecto de estudio.
Figura 22. Comportamiento de bacterias filamentosas dominantes con respecto al ISV
del tanque aireado BBI de lodos activos
Figura 23. Comportamiento de bacterias filamentosas dominantes con respecto al ISV
del tanque aireado BBII de lodos activos
57
En ambas figuras se puede observar la dependencia proporcional entre el valor
numérico del ISV y la cantidad de M. parvicella, e, inversamente, entre el valor de ISV y la
cantidad de Typ 0092.
Se han resaltado dos zonas de la Figura 23; en la zona 1 se pueden observar máximos
en el crecimiento de M. parvicella al igual que en los valores registrados para el ISV,
mientras que en la zona 2, se encuentran máximos en el crecimiento de Typ 0092. Para este
caso, los valores de ISV registrados alcanzan los niveles más bajos, con lo cual se puede
concluir que los valores de ISV están directamente relacionados con el crecimiento de M.
parvicella y de forma contraria en el caso de Typ 0092.
En el caso de M. parvicella, esta bacteria es descrita en su morfología como de
crecimiento en forma de “espagueti”, ya que crece dentro del flóculo de biomasa y posee la
capacidad de crecer hasta longitudes mucho mayores a la vista por cualquier otra bacteria
durante su máximo crecimiento. Esto implica que en épocas de bajas temperaturas, debido a la
estructura de la bacteria y su crecimiento en forma de estambre, no permite que los flóculos se
compacten debidamente. En épocas de mayores temperaturas, el crecimiento de la bacteria se
inhibe, es decir, sus longitudes no alcanzan las dimensiones anteriores, por lo que el estambre
del que se habló anteriormente no se promueve. En consecuencia, los flóculos tienden a ser
más compactos, mejorando su velocidad de sedimentación y produciendo una separación más
efectiva del agua tratada durante la sedimentación secundaria.
Se puede observar la explicación anterior en la Figura 24, en la cual se muestran dos
fotografías de M. parvicella bajo tinción Gram en períodos distintos de tiempo. En ellas se
nota claramente la diferencia con respecto al estambre producido por la bacteria citada
anteriormente.
58
Figura 24. Presencia evolutiva de M. parvicella en la evaluación microscópica
a. 14.03.07; b. 25.07.07
Para el caso del Typ 0092 el comportamiento es diferente; esta bacteria crece fuera del
flóculo, por lo que no afecta su compactación, tomando en cuenta además, que la longitud que
puede alcanzar, no es comparable a la alcanzada por M. parvicella. Este comportamiento es el
observado en la zona 2 de la Figura 23. El máximo crecimiento de ambas bacterias se alterna,
es decir, cuando M. parvicella se encuentra en su crecimiento mas bajo, Typ 0092 se
encuentra en su crecimiento mayor.
En definitivo, durante los períodos de mayor temperatura, el valor de ISV disminuye
debido a la reducción en el crecimiento de M. parvicella ya que Typ 0092 no posee una gran
influencia sobre el grado de compactación de los flóculos.
4.1.3 Dependencia del crecimiento de las bacterias filamentosas con la
temperatura
De la misma forma que se estudió la dependencia de las bacterias filamentosas con el
ISV se estudió la dependencia de éstas con la temperatura del tanque aireado. A continuación
las Figuras 25 y 26 muestran el comportamiento documentado para la clasificación de
bacterias Gram Positivas y Gram Negativas.
59
Figura 25. Comportamiento de bacterias filamentosas dominantes con respecto a la
temperatura dentro del tanque aireado BBI de lodos activos
Figura 26. Comportamiento de bacterias filamentosas dominantes con respecto a la
temperatura dentro del tanque aireado BBII de lodos activos
De la misma forma que el crecimiento de las bacterias influye en el comportamiento
del ISV, la temperatura influye en el desarrollo bacteriano dentro de los lodos activos. Esto
quiere decir, que la temperatura influye en el crecimiento bacteriano y éste a su vez influye
directamente en el valor numérico de ISV. Se puede observar que las bajas temperaturas
pareciesen beneficiar el desarrollo bacteriano de las Gram Positivas. Por el contrario, a medida
que se adentraba la estación de primavera y aumentaba la temperatura, el crecimiento de las
Gram Negativas aumentó.
60
En las Figuras 25 y 26 se observa que el aumento en la temperatura refleja un aumento
en la aparición de bacterias clasificadas como Gram Negativas, caso contrario con las Gram
Positivas.
Si se observa la zona demarcada en la Figura 25, se puede considerar este período
como transitorio con respecto a la ocurrencia de bacterias dominantes como subdominantes,
tomando en cuenta que la temperatura a la que se hace referencia a esta transición, se
encuentra ligeramente por encima de los 15 °C. A partir de esta temperatura el curso de la
ocurrencia bacteriana cambia.
4.2 Evaluación microscópica
Durante la evaluación microscópica se monitoreó la recurrencia de cada grupo
bacteriológico, ya documentado en trabajos anteriores, e identificó bacterias antes no
documentadas.
4.2.1 Ocurrencia de las distintas bacterias filamentosas
En las Figuras 27 y 28 se muestra el comportamiento durante los 5 meses de
evaluación de las bacterias filamentosas dominantes.
Según los resultados obtenidos por la evaluación microscópica y el monitoreo del
crecimiento, se pudo identificar las bacterias filamentosas dominantes gracias a las tinciones
Gram y Neisser. Las bacterias dominantes son las conocidas como M. parvicella y Typ 0092,
por lo cual se realizó un estudio más detallado de las mismas.
61
Figura 27. Desarrollo evolutivo en el crecimiento de bacterias dominantes en tanque
aireado BBI
Figura 28. Desarrollo evolutivo en el crecimiento de bacterias dominantes en tanque
aireado BBII
En la sección anterior se hizo énfasis en la temperatura a la cual ocurrió la etapa de
transición con respecto a la clase de bacterias que tomaron dominancia dentro del tratamiento
biológico. Para profundizar en este punto se analizarán las Figuras 27 y 28.
Al sobreponer los resultados obtenidos con respecto al crecimiento evolutivo de
bacterias Gram Positivas y Negativas y referentes a las dos bacterias dominantes ya
especificadas, se puede decir que la ocurrencia de Gram Positivas se ve representada por M.
parvicella y Gram Negativas por Typ 0092 respectivamente, ya que los resultados concuerdan
entre sí, es decir, ambos siguen una misma tendencia de comportamiento.
62
Claramente se observa en la Figura 27 que la transición entre M. parvicella y Typ 0092
ocurre en la zona resaltada, datada de principios de mayo como en el caso de la calificación
genérica entre Gram Positivas y Negativas. Esto significa que la transición ocurre alrededor de
los 15 °C, que según la literatura encontrada con respecto a M. parvicella se cita “…debe ser
tomado en cuenta la dependencia de esta bacteria con respecto a la temperatura, ya que sus
longitudes oscilan dependiendo de este factor, en plantas con fines experimentales se ha
observado a temperaturas de 20 °C la longitud de esta es de 30-80 µm mientras que a
temperaturas de 12 °C esta aumenta su longitud a 300 µm. Al mismo tiempo pudo concluirse
que a altas temperaturas, la longitud de esta se reduce sustancialmente (Lemmer y Lind,
2000)…”
.
Los mismos autores (Lemmer y Lind, 2000), especifican que Typ 0092 se ve
favorecida a temperaturas mayores de 20 °C lo cual concuerda con los resultados obtenidos,
apreciados en la Figura 23. A estas temperaturas el mayor crecimiento bacteriano es respectivo
a Gram negativos o como ya se especificó para este caso, Typ 0092.
Para acreditar la evaluación de comportamiento aquí realizada, se hace referencia a
resultados obtenidos en el trabajo de tesis de doctorado de la Dra. Birte Bauersdistel en la
Figura 29.
Figura 29. Resultados obtenidos durante el período 30.05.2003 hasta 30.09.2005 por tesis
de doctorado de Birte Bauersdistel
63
En la Figura 29 se puede observar un amplio rango de tiempo en el cual el
comportamiento de crecimiento con respecto a Gram Positivas y Negativas es similar al
observado en el período de estudio en el cual se realizó este trabajo de pasantía.
4.2.2. Identificación bacterias filamentosas subdominantes
El proceso llevado a cabo para la identificación fue mediante medios visuales, es decir,
fotografías tomadas al momento de la evaluación microscópica, las cuales fueron comparadas
con fotos reportadas en la literatura.
En 1975, Eikelboom propuso una técnica de identificación que describe 26 tipos de
bacterias filamentosas diferentes y las agrupa en 7 tipos de acuerdo a sus características
morfológicas (Lemmer y Lind, 2000). Esta técnica fue rápidamente adoptada debido a la
simplicidad del método de identificación propuesto, realizable en cualquier planta de
tratamiento dotada de un buen microscopio. Los manuales surgidos a partir de este método se
basan en la incorporación de la bacteria estudiada a uno de los tipos descritos en base a una
serie de características como su forma, color, localización, tipo de crecimiento, movilidad,
dimensiones, respuesta a distintas tinciones, etc. A partir de esta clasificación en base a tipos,
aparecen diversos autores que agrupan los tipos descritos en grupos de bacterias filamentosas.
Su clasificación se fundamenta no sólo en las características externas del
microorganismo filamentoso, sino que incluyen la cinética de su crecimiento, requerimientos y
afinidad por el sustrato, habilidades metabólicas, problemas que causan, y otros. Así, van den
Eyde clasifica en 1983 los microorganismos en cuatro grupos en base a las condiciones de
operación y tipo del agua residual que favorecen su aparición, Jenkins añade además el efecto
del pH en su clasificación y Wagner establece el efecto que los distintos tipos de bacterias
filamentosas ejercen sobre el índice de volumen de lodos (Lemmer y Lind, 2000).
En el presente proyecto se utilizaron dos de los distintos autores mencionado, estos son
Jenkins et al. (1993) y Eikelboom y van Buijsen (1983). Cada uno de estos autores ha
64
publicado distintas claves, de las cuales han sido utilizadas dos para la identificación de
bacterias filamentosas, a través de las características morfológicas mencionadas.
Cabe destacar que ambas claves, aun cuando persiguen el mismo objetivo,
fundamentan sus vías de identificación en distintas características morfológicas, como las
tinciones mencionadas en la sección de “Materiales y Metodología”, es decir, cada uno de los
autores prestan mayor atención a distintos aspectos.
El hecho de tomar claves distintas y haber obtenido el mismo resultado, garantiza que
los resultados obtenidos son coincidentes. En las Figuras 30 y 31 se muestran las claves
utilizadas en la identificación de las bacterias.
Figura 30. Clave N. 2 modificada según Eikelboom u. van Buijsen (1983)
65
Figura 31. Clave modificada según Jenkins (1993)
Las bacterias filamentosas subdominantes identificadas durante el período de trabajo
fueron las Typ 0041/0675, Typ 1863 y S. natans. Existen pruebas de ARN (ácido
ribonucleico) que se llevan a cabo en ciertas ocasiones para identificar bacterias. En el
presente caso no se pudo llevar a cabo ya que como se informó anteriormente, estas bacterias
denominadas como “tipos” aun no poseen taxonomía propia.
Ambas claves siguen distintos parámetros para la identificación de las bacterias en
cuestión. Como ejemplo, la clave según Jenkins et al, 1993, comienza con la discriminación
entre la presencia o no de gránulos de azufre, mientras que la clave según Eikelboom u. van
Buijsen (1983), hace una primera discriminación en cuanto al resultado obtenido por la tinción
Gram.
Debido a que el modelo de documentación para este proyecto se centraba en la
clasificación de Gram Positivas y Negativas como Neisser respectivamente, la documentación
para poder llegar a la identificación se alcanzó por medio de fotografías microscópicas con las
cuales se podría documentar.
66
En el Anexo IIIB se puede observar el proceso evolutivo con respecto a la
identificación de estas bacterias; la hoja de documentación sufrió tres cambios, la primera hoja
fue aportada por la tutora industrial, y la segunda hoja fue producto de la aparición de dos
“nuevas” bacterias a las cuales se les denominó “Bambú” debido a la forma que presentaban.
Esta hoja se utilizó a partir del 09.05.2007. Una tercera hoja fue desarrollada por la
identificación de estas dos bacterias en conjunto con una tercera bacteria ya identificada, la
cual se utilizó a partir del 28.06.2007, y a la cuarta hoja se le adicionó un nuevo
microorganismo a la sección de microorganismos indicadores a partir del 05.07.2007.
Finalmente se determinó cada una de las bacterias filamentosas que se clasificarían
como subdominantes, ya que su presencia en los lodos activos no sobrepasaban el crecimiento
poblacional de M. parvicella y Typ 0092. Estas tres “nuevas” bacterias serían, Typ 0041/0675,
Typ 1863 y S. natans.
Debido a su naturaleza y características morfológicas, estas bacterias no representan
graves repercusiones a nivel operacional en el funcionamiento de la planta de tratamiento. Es
interesante mencionar que la competencia entre estas nuevas bacterias con respecto a las
dominantes, en especial M. parvicella, puede significar una reducción del volumen de esta
última mejorando notablemente el funcionamiento de los lodos activos. Este tipo de
conclusiones no pueden ser determinantes, ya que se tendría que realizar futuras
investigaciones manteniendo un continuo monitoreo de su crecimiento.
4.3 Presencia de indicadores
Cada microorganismo indicador aparece o se desarrolla bajo ciertas características, es
decir, el medio debe cumplir con ciertas condiciones en el que su crecimiento se puede llevar a
cabo. Para este estudio, se da importancia a la carga de lodo, BTS.
La Magistratura del Estado de Bavaria especifica un rango numérico de BTS en el cual
distintos microorganismos crecen; al ser documentados luego de la evaluación microscópica y
llevados a una escala numérica manejable, éstos pueden ser graficados con motivos de
67
interpretación. En las Figuras 31 y 32 se muestra el comportamiento del BTS en los tanques
aireados BBI y BBII de mayor relevancia.
Figura 32. Carga de lodo en el tanque aireado BBI
Figura 33. Carga de lodo en el tanque aireado BBII
Conocer el comportamiento de la carga de lodo ayuda a comprender la aparición de las
distintas bacterias subdominantes, además de posibles brotes de aquellas clasificadas como
dominantes, al proveer una clara explicación con respecto a la fuente de alimento.
68
Para corroborar la importancia de la interpretación de la presencia de microorganismos
indicadores con respecto a la carga de lodo, se presenta en la Figura 34 el comportamiento de
la carga de lodo.
Figura 34. Carga de lodo correspondientes a los tanques aireados BBI y BBII
En la Figura 34 se observa que los valores calculados a partir de la relación entre los
kg de BSB5 y los kg de TS, con respecto al BTS se encuentran en el rango de carga baja o
menor, mas, al observar las Figuras 32 y 33, se percibe que de acuerdo a la presencia de
microorganismos indicadores y su respectiva interpretación, la carga de lodo real (BTS) en los
lodos activos es mucho mayor.
Cada microorganismo se desarrolla bajo distintas condiciones de alimento disponible.
Los microorganismos indicadores se encuentran relacionados directamente con una carga de
lodo específica como puede observarse en las Tablas 4 y 5; en base a esta clasificación, la
aparición de microorganismos fuera de la clasificación de carga baja puede interpretarse como
un aumento en el BTS, el cual no se refleja en los valores numéricos y es este razonamiento el
reflejado en las Figuras 32 y 33.
Este aumento se observa en el período de transición que se definió anteriormente, en el
que los aspectos biológicos dentro de los lodos activos se vieron modificados; la presencia de
ciertos microorganismos representan un aumento en el BTS de los lodos activos, lo cual
69
propició la aparición de ciertas bacterias, las cuales se vieron en la capacidad de crecer bajo
estas condiciones biológicas. Es necesario comentar que la población de microorganismos
presentes documentados pertenece a la clasificación de carga media.
4.3.1 Estructura de flóculos
La carga de lodo presente en los tanques de lodos activos afecta la estructura del
flóculo. Se conoce que los flóculos se nutren de la biomasa presente; la carga de lodo es la
representación numérica de dicha biomasa, y si ésta se encuentra en valores bajos, la biomasa
disponible para la formación del flóculo es baja, por lo que su estructura no se verá
enriquecida en volumen.
Para interpretar estos datos se cuenta con el parámetro indicado como densidad
filamentosa, a la cual se le asigna una escala presentada en la sección teórica por Knopp
(1997), y es utilizada en la documentación durante la evaluación microscópica.
Los resultados que se presentan en las Figuras 35 y 36, son producto de la tinción
Cristal Violeta y la cual se rige por la escala descrita en la Tabla 6, presentada en la sección de
Metodología (3.3.4.2).
Figura 35. Densidad filamentosa en el tanque aireado BBI
70
Figura 36. Densidad filamentosa en el tanque aireado BBII
Como se puede observar en las Figuras 35 y 36, la densidad filamentosa no muestra
una marcada disminución, mas sí se aprecian ciertos cambios. Debe tomarse en cuenta que
este tipo de calificaciones no son 100% confiables ya que, la asignación del valor numérico
depende de la experiencia del evaluador o la perspectiva con que se analice una sección
específica de la muestra. Por lo tanto se concluye que los resultados deben ser manejados con
cautela e interpretarlos como una base para el entendimiento de la densidad filamentosa.
Para enriquecer esta discusión se presenta a continuación la Figura 37, la cual podría
ilustrar el proceso evolutivo en la estructura del flóculo bajo la tinción Cristal Violeta.
71
Figura 37. Tinción Cristal Violeta. a. 26.03.07, b. 09.05.07, c. 24.05.07, d. 25.07.07
El cambio en la densidad filamentosa a nivel visual es bastante más apreciable, según
el criterio presentado en la Tabla 6. Si se observa la Figura 37a, a la cual se le asigna un valor
de 5,5 ó 6 según la clasificación presentada en la Tabla 6 y se relaciona con el gráfico de la
Figura 34, concuerdan los resultados, ya que se observó uno de los mayores valores (6 en la
escala propuesta por Knoop (1997)), y en efecto, la dominancia de hebras es clara, y la
compactación de flóculos se hace casi imposible, aspecto que ha sido observado durante el
análisis del proyecto.
Para finales de mayo, el escenario en cuanto a la densidad filamentosa cambia: la
interpretación numérica a partir de la evaluación microscópica disminuye hasta 4,5 -5,
interpretándose como una mejora en la compactación del flóculo y una reducción en la
cantidad de bacterias filamentosas, en su mayoría, M. parvicella, propiciándose una mejora en
el asentamiento de los flóculos durante la etapa de clarificación final.
4.3.2 Evolución de la carga de lodo durante el período de estudio y la relación
entre bacterias dominantes y subdominantes
Las Figuras 38 y 39 son añadidas con el propósito de relacionar el crecimiento
bacteriano con la carga de lodo presente.
72
Figura 38. Evolución de la carga de lodo con respecto al crecimiento bacteriano para el
tanque aireado BBI
Figura 39. Evolución de la carga de lodo con respecto al crecimiento bacteriano para el
tanque aireado BBII
Con respecto a la relación entre bacterias dominantes y subdominantes, no se pudo
realizar una gráfica que explicase el comportamiento de ambas bacterias, ya que la
identificación de las tres últimas fue muy tardía y no se dispuso de suficiente datos para hacer
con ésta un comportamiento comparativo extenso.
73
Es posible hacer comparaciones y a partir de los resultados obtenidos emitir
conclusiones muy generales. La primera acotación es que dos de las bacterias identificadas
pertenecen a las bacterias Gram Negativas (Typ 1863 y S. natans) y sólo una de las
identificadas pertenece a la clasificación de Gram Positiva (Typ 0041/0675) como lo es M.
parvicella. Como ya fue mencionado, la aparición de estas bacterias ocurrió a principios de
mayo. En la Figura 38, se observa claramente que en estas fechas se da el cambio de
dominancia entre las Gram Positivas y las Gram Negativas.
Un aspecto interesante a considerar está relacionado con la Figura 34; tanto M.
parvicella como Typ 0092 se desarrollan a cargas bajas de lodo. Dos de las bacterias
subdominantes se describen como bacterias que se desarrollan en ambientes con una mayor
carga de lodo, y la última (Typ 0041/0675) se desarrolla por igual a bajas cargas de lodo. Bajo
esta afirmación, la aparición de dos de las bacterias subdominantes dentro de una población
bacteriana no tendría sentido dentro un marco teórico calculado tal como se observa en la
Figura 34, pero si bajo un marco biológico interpretativo, como es el caso de las Figuras 38 y
39. Para estas dos Figuras, la carga de lodo es una interpretación de la presencia de
microorganismos indicadores en los lodos activos, los cuales coinciden con una carga de lodo
media, justificándose la aparición de estas bacterias subdominantes.
Con el aumento de la carga de lodo se da la aparición de las tres bacterias
subdominantes, es decir, este aumento es suficiente para dar pie a la aparición de éstas, aun
cuando no cumplen absolutamente con la afirmación de que son bacterias correspondientes a
una carga media.
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
M. parvicella y Typ 0092 se desarrollan como las bacterias filamentosas dominantes
en esta población bacterial del tipo filamentosa, alternando su dominancia entre las distintas
estaciones del año, en las que M. parvicella se beneficia de las temperaturas menores de 15°C.
Typ 0092 domina en la época calurosa del año.
En la época más calurosa del año, la planta presenta menores inconvenientes a nivel
operacional, ya que la velocidad de asentamiento de los flóculos aumenta. La problemática
representada por los lodos hinchados desaparece casi por completo, no se presentan fallas en
el clarificador secundario, indicativo de la reducción de lodos flotantes y el equilibrio de lodo
en exceso requerido para mantener una buena alimentación a los tanques de denitrificación se
mantiene constante.
El aumento de temperatura por encima de los 15°C a principios de mayo produjo
numerosos cambios dentro de un ambiente usualmente constante, originando la “aparición” o
un notable crecimiento de ciertas bacterias filamentosas subdominantes que hasta el momento
no habían sido documentadas como bacterias regulares en los tanques de lodos activos.
La aparición de las bacterias subdominantes se basó en la interpretación de la
evaluación microscópica y no en los resultados obtenidos a partir de cálculos matemáticos
relacionados a la carga de lodo. Este tipo de situaciones dejan claro la importancia del
conocimiento biológico como medio de comprensión/interpretación del desenvolvimiento
operativo de una planta de tratamiento de agua.
Como se observó, la dominancia de M. parvicella se da en la época de menores
temperaturas del año. Por ser esta bacteria filamentosa la más problemática dentro de plantas
de tratamiento de agua con etapas biológicas por su forma morfológica de crecimiento, se
recomendó la instalación de conexiones entre los digestores de metano y los tanques aireados.
De esta forma, el metano funcionaría como medio calefactor, aumentando regularmente la
temperatura dentro de los tanques, reduciendo significativamente el crecimiento de M.
parvicella favoreciendo el funcionamiento de la planta.
75
Aún cuando la recomendación fue tomada en consideración, en la empresa se iban a
evaluar los costos y beneficios que esta construcción pudiera implicar.
A pesar de que no estaba contemplada la identificación de nuevas bacterias dentro de
los objetivos del trabajo de la pasantía, el departamento de ambiente dispuso de los recursos
para la identificación y documentación de estas nuevas bacterias subdominantes, con el
propósito de que éstas quedasen documentadas como bacterias de crecimiento frecuente en los
tanques aireados de lodos activos.
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Knoop, S., „Untersuchungen zum Vorkommen von Microthrix parvicella in Kläranlagen mit
Nährstoffelimination“, ISAH, Hannover, 1997
Kunst, S., Helmer, C., Knoop, S., „Betriebsprobleme auf Kläranlagen durch Blähschlamm,
Schwimmschlamm, Schaum“, Springer, Hannover, 2000
Lemmer
H.,
Lind,
G.,
„BLÄHSCHLAMM,
SCHAUM,
SCHWIMMSCHLAMM
Mikrobiologie und Gegenmaßnahmen“, F. Hirthammer Verlag, Frankfurt, 2000
77
Mudrack, K., Kunst, S., „Biologie der Abwasserreinigung“, Spektrum Akademischer Verlag
Heidelber, Berlin, 2003
Pelczar, M.J., Chan, E.C.S., Krieg, N.R., „Microbiology: Concepts and Applications“,
McGraw-Hill, Inc., London, 1993
Servicio Técnico, “Gemeinschaftkläranlage, Stadt Wörth am Rhein”, Mercedes-Benz AG
Werk Wörth, 19990
ZERBERUS
(2007):
Zentrales
Erfassungssystem
zur
Beratung
bei
Bläh-
und
Schwimmschlammproblemen auf komunalesn Kläranlagen, Porjekbeschreibung ZERBERUS.
7. ANEXOS
Anexos I: Diagramas de flujo pertenecientes a la planta de tratamiento de agua
DaimlerChrysler AG, Wörth
Anexos IA: Planta de tratamiento de agua DaimlerChrysler AG,Wörth
Anexos IB: Planta de tratamiento de agua comunal DaimlerChrysler AG,Wörth
Anexos II: Claves de identificación de bacterias filamentosas
Anexo IIA: Clave N.2 modificada y traducida al español después de Eikelboom
u.
van Buijsen (1983)
Anexo IIB: Clave modificada y traducida después de Jenkins (1993)
Anexo III: Conjunto de tablas utilizadas durante la evaluación microscópica como fundamento
de documentación
Anexo IIIA: Tabla modelo para la documentación de la evaluación microscópica
Anexo IIIB: Conjunto de tablas, las cuales reflejan el proceso evolutivo de esta misma
ANEXOS IA y IB
Planta de tratamiento de agua DaimlerChrysler AG,Wörth
Planta de tratamiento de agua comunal DaimlerChrysler AG,Wörth
ANEXO IIA y IIB
Clave N. 2 modificada según Eikelboom u. van Buijsen (1983)
Clave modificada según Jenkins (1993)
En la sección 3.3.5 “Evaluación microscópica”, se menciona una tabla de
documentación que será añadida como tabla modelo bajo un anexo definido como IIIA, en la
cual se registraron los resultados obtenidos luego de la evaluación microscópica. En ella se
encuentran los microorganismos que fueron observados, al igual que las bacterias
filamentosas. De la misma forma se midió el BTS por medio de la interpretación de la
presencia o no de microorganismos indicadores.
Como se mencionó en secciones anteriores, esta tabla modelo sufrió un proceso de
desarrollo durante el proyecto de pasantía. Como ha sido mencionado, la aparición de nuevas
bacterias o el crecimiento notable de bacterias subdominantes hicieron que esta tabla pasase
por un proceso evolutivo dependiendo de los acontecimientos que se diesen debido a la
evaluación microscópica y los resultados que de esta se observasen, por ello el anexo definido
como IIIB.
En consecuencia se muestra a continuación una línea de tiempo que permite observar
el momento en que se dieron las modificaciones a la tabla.
ANEXOS IIIA y IIIB
Evaluación Microscópica (Modelo oficial final de registro)
Fecha:
Semama:
BW
7
BW
8
BW
9
Microorganismos indicadores
Aspidisca sp.
Glockentierchen
Rädertierchen
Litonotus sp.
freie Ciliaten
Schalenamöben
Fetttröpfchen
Epistylis
Geißeltierchen
Sauginfusor
Carchesium
Vaginicola sp.
Tinción Gram:
Filamentos Gram+
Filamentos GramTinción Neisser
M. parvicella
Typ 0092
N. limicola III
Typ 0041
Typ 1863
S. natans
Densidad filamentosa
nativ:
Violeta-Cristal:
Hora:
BW
10
Evaluación Microscópica(Hoja de registro original)
Fecha
Semana:
BW
7 BW
8 BW
HOJA ORIGINAL
Microorganismos indicadores
Aspidisca sp.
Glockentierchen
Rädertierchen
Litonotus sp.
freie Ciliaten
Schalenamöben
Fetttröpfchen
Organ. Fasern
Bacterias libres
Bacterias filamentosas
Epistylis
Tinción Gram
Filamentos Gram+
Filamentos GramBacterias arboladas
Bacterias libres
Tinción Neisser
M. parvicella
Typ 0092
N. limicola III
Filamentos Neisser
Densidad filamentosa
nativ:
Violeta-Cristal:
Hora:
9 BW
10
Fecha
1° MODIFICACIÓN
Microorganismos indicadores
Aspidisca sp.
Glockentierchen
Rädertierchen
Litonotus sp.
freie Ciliaten
Schalenamöben
Fetttröpfchen
Organ. Fasern
Bacterias libres
Bacterias filamentosas
Epistylis
Geißeltierchen
Sauginfusor
Tinción Gram
Filamentos Gram+
Filamentos GramTinción Neisser
M. parvicella
Typ 0092
N. limicola III
Bambus 1/2
Densidad filamentosa
nativ:
Violeta-Cristal:
Evaluación Microscópica (1° Modificación)
Semana:
BW
7 BW
8 BW
Hora:
9 BW
10
Evaluación microscópica (2° Modificación)
Fecha
2° MODIFICACIÓN
Microorganismos indicadores
Aspidisca sp.
Glockentierchen
Rädertierchen
Litonotus sp.
freie Ciliaten
Schalenamöben
Fetttröpfchen
Organ. Fasern
Epistylis
Geißeltierchen
Sauginfusor
Tinción Gram
Filamentos Gram+
Filamentos GramTinción Neisser
M. parvicella
Typ 0092
N. limicola III
Typ 0041
Typ 1863
S. natans
Densidad filamentosa
nativ:
Violeta-Cristal:
Semana:
BW
7
BW
Hora:
8
BW
9
BW
10