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Procedimientos clínicos en aves de compañía: toma de muestras sanguíneas,
patología clínica, analgesia y anestesia.
MVZ. ENRIQUE YARTO JARAMILLO
Centro Veterinario México- Sección de animales de compañía no
convencionales y fauna silvestre.
Instituto Mexicano de Fauna Silvestre y Animales de Compañía (IMFAC, SC)
eyarto33@hotmail.com / eyarto@petfoods.com.mx
En la medicina de aves de compañía, es muy importante desarrollar las
habilidades clínicas y de diagnóstico, debido a que no existen signos
patognomónicos para ninguna alteración, a excepción tal vez, del
Cnemidocoptes sp en psitácidos pequeños como el perico australiano
(Melopsittacus undulatus).
Por ello, es indispensable emplear diferentes métodos de toma de muestras
para su evaluación in situ, o bien en un laboratorio especializado, que conozca
los valores estándar, así como las particularidades hematológicas, de química
sanguínea y citología de las aves, por mencionar solamente algunas.
El estrés del propio proceso clínico y del manejo mismo, así como el apoyo
necesario que requiera el paciente ave al llegar al consultorio, son factores
determinantes para continuar con el procedimiento de diagnóstico; con esto
nos referimos al soporte de oxígeno, el cual en muchas ocasiones es el primer
paso que el clínico debe tomar en cuenta, inclusive antes de proceder a tomar
alguna muestra o a iniciar con el examen físico.
Recordemos que las aves, así como la mayoría de los animales de compañía no
convencionales, “esconden” la signología clínica como un mecanismo evolutivo
de autoprotección a posibles situaciones de predación, aunado al escaso
conocimiento del comportamiento de estas especies en estados propios de
enfermedad. Es altamente probable, que cuando un ave se presenta para
consulta, el propietario o manejador se haya percatado recientemente de algún
cambio que parezca no significativo, pero que por lo antes mencionado, el
paciente curse ya con una alteración que pueda desencadenar signos
subclínicos como: estrés, hipovolemia, deshidratación, hipotermia, caquexia, y
posiblemente también un proceso infeccioso.
De aquí, el médico decidirá el procedimiento específico para CADA PACIENTE,
por lo que no existen reglas para el manejo de las aves, ya que cada una
requiere diferentes manejos y distintas muestras para lograr un diagnóstico
certero.
Muestras para patología clínica
En la actualidad, se encuentran referencias bibliográficas que difieren acerca
del anticoagulante de elección para las muestras sanguíneas de aves, por lo
que se puede apreciar según la fuente bibliográfica, que algunos autores
aseguran que el anticoagulante de elección es la heparina, debido a que
pueden realizarse conteos celulares precisos, y otros argumentan que el EDTA,
preserva la muestra de forma adecuada. El médico conjuntamente con su
laboratorio de referencia, establecerán el método de conservación y envío más
apropiado a su situación.
Volumen y sitios de colección: En general, el volumen de sangre que puede ser
extraído de un ave de forma relativamente segura (depende estado físico
general, estado de hidratación, etc), es el 1 % del peso corporal, o 1 ml / 100
gramos de peso corporal (excepto en aves severamente enfermas o anémicas).
Se emplea para la colección, una aguja del 29-23 G, con una jeringa lo más
pequeña posible para evitar el presión negativa excesiva, que puede dañar el
vaso sanguíneo.
Los sitios para la extracción de sangre en aves, son tres principalmente: vena
yugular (la del lado derecho, ya que es más grande y por lo tanto más fácil de
localizar), la vena basílica (ya sea en la parte proximal donde cruza el radio y
la ulna, o se localiza también proximal al húmero), y la vena metatarsiana
medial, la cual se puede puncionar a lo largo del aspecto dorsomedial del
hueso tarsometatarso).
Interpretación de los resultados:
Hemograma.
Eritrocitos: a diferencia de casi todos los mamíferos, las células eritrocitarias en
aves son nucleadas, de mayor tamaño y de forma oval. La función de estas
células es la misma que en otros órdenes animales, aunque la vida media es
menor (28 a 45 días), debido a un metabolismo celular mas elevado.
El volumen del paquete celular (VPC), para la mayoría de las especies de aves,
fluctúa entre 35-55 %, por lo que un resultado menor a 35 %, se considera
anemia.
La cuenta reticulocitaria normal en la mayoría de las especies aviares, es de 1-5
%, y en el caso de las aves psitácidas, el conteo es de 1-2 %.
Existen varias causas de anemia en aves, las cuales son:
No regenerativas: deficiencia de hierro, hepatopatías crónicas, nefropatías,
deficiencia de proteínas (mala nutrición), afección de médula ósea por toxinas,
estrógenos, infección, neoplasia, algunos fármacos, deficiencias de vitamina B 12,
deficiencia de ácido fólico, etc.
Hemorragias o pérdida de sangre: traumatismo, parasitismo GI, ruptura de
órganos, ulceración, neoplasias, coagulopatías, ectoparásitos, etc.
Anemia hemolítica: destrucción eritrocítica por parásitos (Plasmodium), septicemia
bacteriana, intoxicación por plomo, quemaduras, aflatoxinas, etc.
Leucocitos: el leucon, o masa leucocitaria total en aves, incluye a los granulocitos
(heterófilos, eosinófilos y basófilos), a las células mononucleares (linfocitos y
monocitos), y a los trombocitos.
El conteo de células blancas en aves, nos permite suponer inflamación e
infección, así como dar seguimiento y pronóstico a las patologías concurrentes; es
también de gran utilidad para la detección de enfermedades que afectan
directamente a los leucocitos, tales como la leucemia y los hemoparásitos entre
otras.
Heterófilos: análogo del neutrófilo de mamíferos.
Elevación (heterofilia): inflamación crónica y aguda, y estrés.
Disminución (heteropenia): septicemia bacteriana, toxemia, infecciones virales,
chlamidiosis, etc.
Los heterófilos tóxicos se asocian a enfermedades que afectan la producción y
liberación de estas células a partir de la médula ósea.
Los heterófilos inmaduros (banda), se presentan en casos de inflamaciones
agudas, y en inflamaciones severas en donde las demandas de células
heterofílicas exceden la producción.
Eosinófilo.
Eosinofilia: se asocia a enfermedades parasitarias como giardiasis, infestaciones
por ascáridos y céstodos, aunque no siempre es el caso.
Eosinopenia: se reporta muy rara vez en aves.
Basófilos: son poco comunes en los frotes sanguíneos periféricos de aves; al
parecer se presentan cuando existen respuestas inflamatorias tempranas, y tal
vez en reacciones de hipersensibilidad como las alergias, las cuales no están bien
documentadas en aves.
también de gran utilidad para la detección de enfermedades que afectan
directamente a los leucocitos, tales como la leucemia y los hemoparásitos entre
otras.
Heterófilos: análogo del neutrófilo de mamíferos.
Elevación (heterofilia): inflamación crónica y aguda, y estrés.
Disminución (heteropenia): septicemia bacteriana, toxemia, infecciones virales,
chlamidiosis, etc.
Los heterófilos tóxicos se asocian a enfermedades que afectan la producción y
liberación de estas células a partir de la médula ósea.
Los heterófilos inmaduros (banda), se presentan en casos de inflamaciones
agudas, y en inflamaciones severas en donde las demandas de células
heterofílicas exceden la producción.
Eosinófilo.
Eosinofilia: se asocia a enfermedades parasitarias como giardiasis, infestaciones
por ascáridos y céstodos, aunque no siempre es el caso.
Eosinopenia: se reporta muy rara vez en aves.
Basófilos: son poco comunes en los frotes sanguíneos periféricos de aves; al
parecer se presentan cuando existen respuestas inflamatorias tempranas, y tal
vez en reacciones de hipersensibilidad como las alergias, las cuales no están bien
documentadas en aves.
Están presentes con frecuencia en infecciones por Chlamydia sp en algunos
psitácidos como pericos australianos (Melopsittacus undulatus) y otros del género
Amazona.
Linfocitos:
Es la segunda célula en cuanto a la frecuencia de presentación en la sangre
periférica de las aves, después del heterófilo, y ocurre así en la mayoría de las
aves psitácidas (en algunos loros del género Amazona, es la célula predominante).
Linfocitosis: esta no ocurre con frecuencia en aves, a excepción de las especies
antes mencionadas, las cuales se consideran linfocíticas. Cuando se presenta,
puede asociarse a infecciones o condiciones inflamatorias, y se menciona que en
casos de tuberculosis, chlamidiosis, aspergilosis, salmonelosis y enfermedades
virales (enfermedad de Pacheco, y virus PBFD), los cambios pueden asociarse a
linfocitos reactivos.
Linfopenia: se presenta en muchos casos de manera relativa por un incremento
en los heterófilos; se asocia a infecciones por virus, y alteraciones que cursan con
supresión de la médula ósea, causando de hecho pancitopenia muchas de ellas.
Monocitos: Son raros en la circulación periférica de las aves, aunque son las
células mononucleares de mayor tamaño.
Monocitosis: como en todas las especies, la elevación de estas células corresponde
a inflamaciones crónicas, las que en el caso de las aves, se presentan con mayor
incidencia por micosis, tuberculosis, enfermedades bacterianas granulomatosas,
etc.
Trombocitos: en los mamíferos, estas células se originan a partir de los
megacariocitos, pero en las aves, se forman de células tallo. Los trombocitos en
las aves, también juegan un papel importante en las funciones de defensa celular.
La trombocitosis no se reporta ni se ha documentado en las aves.
Trombocitopenia: esta alteración ocurre en casos de pancitopenia (supresión de
médula ósea), o enfermedades virales como circovirus, reovirus, poliomavirus, etc.
Química sanguínea en aves psitácidas.
Las muestras para diagnóstico clínico enzimático en aves, presentan ciertas
especificaciones, mismas que a continuación se resumen, indicando solamente
aquellas que en realidad son de valor para la interpretación en la práctica diaria.
Amilasa: se eleva en casos de pancreatitis y en ocasiones en enfermedades del
tracto GI.
Aspartato aminotransferasa (AST): se origina de una variedad de tejidos,
incluyendo el hígado, el corazón, el músculo esquelético, el cerebro y el riñón.
En las aves, ninguna enzima única se genera por daño hepatocelular.
Las elevaciones de esta enzima son con frecuencia un indicador de daño
hepatocelular o muscular reciente en la mayoría de las especies, incluyendo a las
aves. Es la enzima plasmática más útil para la detección de enfermedad
hepatobiliar en aves psitácidas y otras especies de aves.
Debe utiizarse en conjunto con la CPK (creatinina fosfoquinasa) para descartar
daño muscular, y si es posible con los ácidos biliares para un mayor valor
diagnóstico.
La disminución de esta enzima en el plasma puede indicar una reducción en la
masa hepática.
Bilirrubina: se eleva en algunos casos de enfermedad hepática, pero no es
consistente, por lo que su valor diagnóstico es relativo.
Calcio: se eleva en hembras en estados preovulatorios, deshidratación y algunas
neoplasias, y específicamente en el síndrome de hipocalcemia metabólica de los
loros gris Africano (Psittacus erithacus), este se encuentra disminuido.
Colesterol: sus variaciones séricas también son inconsistentes, pero las
elevaciones del mismo se relacionan con enfermedad hepática, caquexia e
hipotiroidismo, hiperadrenocorticismo, diabetes mellitus, síndrome nefrótico,
nefropatía perdedora de proteínas, enfermedad hepática obstructiva, dietas altas
en grasas, aterosclerosis y pancreatitis aguda.
Por otro lado, la disminución en los niveles de colesterol sanguíneos se puede
deber a una nutrición inadecuada, insuficiencia hepática, enfermedad hepática
severa, aflatoxicosis, grasa dietética baja, etc.
Creatinina fosfoquinasa (CPK): en aves se encuentra elevada en casos de
enfermedades del SNC y aquellas que cursan con daño muscular.
Glucosa: en las aves, el glucagon es el intermediario más importante en el
metabolismo de los carbohidratos, a diferencia de la insulina para los mamíferos;
la hipoglicemia se presenta cuando existe insuficiencia / disfunción hepática,
septicemia, neoplasia, enfermedad infecciosa, inflamación, desórdenes de mala
absorción, caquexia y enfermedades urinarias. Se encuentra patológicamente
alterada en casos de diabetes, y transitoria en casos de estrés por manejo e
ingestión reciente de alimento.
Lipasa: se eleva en casos de pancreatitis aguda.
Fósforo: se eleva en enfermedades renales severas.
Proteínas totales: se encuentran disminuidas en casos de desnutrición,
enfermedad renal y hepática, mala absorción, etc., y cuando están por encima de
los valores normales, debemos pensar entre otras cosas en deshidratación y
respuesta inmunológica.
Ácido úrico: se produce en el hígado y se elimina (es filtrado solamente alrededor
del 10 %) por riñón (secreción tubular). La hipouricemia puede indicar
enfermedad hepática severa.
A menos que la deshidratación sea muy severa, y la falla renal muy marcada, los
niveles de ácido úrico NO se elevan en la sangre.
Potasio: elevado en enfermedad renal, acidosis, hemólisis, y por el contrario
disminuye cuando existe diarrea y alcalosis.
Bicarbonato: incrementado en casos de alcalosis, y disminuido con acidosis
Anestesia en aves psitácidas
Antes de cualquier procedimiento que involucre la anestesia en las aves
psitácidas, es importante evaluar la condición total del paciente, determinado
además el peso corporal exacto en gramos para una adecuada dosificación.
En diversos casos, los protocolos cortos de anestesia son aún más sencillos y
seguros que la propia contención física, ya que imponen un compromiso
fisiológico y estrés menores.
Sistema respiratorio de las aves
A diferencia de los mamíferos, el sistema respiratorio de las aves posee
compartimentos ventiladores y de intercambio de gas que están separados,
haciendo este sistema más efectivo. Dichos compartimentos son: sistemas de aire
principales, sistema de sacos aéreos, además de la cavidad torácica y los
músculos asociados. No existe la epiglotis, la tráquea posee anillos completos y la
glotis se visualiza justo en la base de la lengua, por lo cual la entubación
endotraqueal se logra sin mayor problema.
En la mayoría de las aves de jaula, existen 4 pares de sacos aéreos (cervicales,
torácicos craneales, torácicos caudales y abdominales) y un saco único
interclavicular que se extiende hacia la cavidad celómica. Además, las aves
poseen “huesos neumatizados” (costillas, esternón, húmero, pelvis, fémur y
vértebras cervicales y algunas torácicas). Los sacos aéreos no participan de forma
significativa en el intercambio gaseoso, sino que funcionan más como fuelles para
proveer un flujo de aire tidal hacia los pulmones durante la ventilación. No existe
un diafragma, por lo que no se presentan diferencias de presión entre las
cavidades. La inspiración y exhalación ocurren por los movimientos del esternón,
debido a la contracción de los músculos cervicales, torácicos y abdominales.
Los llamados pulmones parabronquiales, son el sitio principal para el intercambio
de gas; se sabe que existen 2 tipos de tejido parabronquial, uno es el tejido
parabronquial paleopulmónico, el cual se encuentra en todas las especies de aves,
ocupa la mayor parte del volumen pulmonar y el flujo del aire es unidireccional
durante todo el ciclo respiratorio. El otro es el tejido parabronquial neopulmónico,
el cual también se encuentra en la mayoría de las especies, aunque poco
desarrollado en las psitácidas. El flujo de aire en este tejido es bidireccional.
Para que se complete el intercambio del gas inhalado durante la respiración, es
necesario que se lleven a cabo dos ciclos de inspiración y exhalación completos,
ya que la mayor parte del gas de la primera inspiración, se dirige hacia los sacos
aéreos caudales, pasando de aquí hacia los pulmones en la primera exhalación, a
través de un sistema de válvulas aerodinámicas único en las aves. Durante la
segunda inspiración, el aire se desplaza hacia los sacos aéreos craneales, y
finalmente se expulsa a través de la tráquea hacia el exterior durante la segunda
exhalación. Este circuito espiratorio permite entonces un flujo continuo de
intercambio de gas en las superficies que tienen esta función.
En estudios recientes con diversos tipos de aves, se ha determinado que éstas
presentan una respiración más lenta y más profunda, tienen una ventilación por
minuto más baja y también una demanda mayor de oxígeno que los mamíferos.
Las aves poseen poca capacidad residual funcional (CRF), por lo que no son
capaces de tolerar la apnea.
Otra característica particular de las aves, es que cuentan con un grupo único de
receptores periféricos, llamados quimiorreceptores intrapulmonares (IPC, por sus
siglas en inglés), presentes en el pulmón, los cuales son receptores altamente
sensibles al CO2 . La elevación en las concentraciones de dicho gas inhibe estos
aunque aún no se conoce si la PCO2 baja o alta en el pulmón es el estímulo
inmediato de la señal de estos receptores.
La función respiratoria en las aves, puede ser más sensible a los efectos de los
anestésicos inhalados debido a su efecto sobre los IPC´s, deprimiendo su
habilidad para ajustar la ventilación en respuesta a los cambios de PCO2.
Además, los agentes inhalados deprimen la respuesta a un importante número de
mecanismos de control periférico que de forma directa o indirecta, afectan la
ventilación.
Sistema cardiovascular de las aves
También es muy importante saber que las adaptaciones del sistema
cardiovascular de las aves pueden afectar la anestesia. Este grupo animal cuenta
con un corazón proporcionalmente de mayor tamaño, volúmenes de contracción
mayores y gasto cardiaco más elevado. La frecuencia cardiaca puede variar desde
150-1,000 latidos por minuto dependiendo de la especie de aves.
La liberación de catecolaminas endógenas, se genera en las aves cuando existe
estrés y / o dolor, y muchos agentes anestésicos inhalados sensibilizan al
miocardio a la presencia de estas hormonas, provocando arritmias. Al igual que la
hipoxemia, algunos agentes anestésicos deprimen la función cardiovascular.
Regulación de la temperatura
Existen cuatro formas para la pérdida del calor corporal: radicación, evaporación,
convección y conducción.
En las aves, la temperatura corporal normal fluctúa entre 39-43 C; debido a su
tamaño pequeño y a la alta área de superficie-tasa de masa corporal, la
irradiación del calor es rápida. En el proceso de anestesia, la inmovilidad genera
menos calor, agregando la posibilidad de pérdida de temperatura a la evaporación
del tracto respirariorio, las superficie de la piel al preparar la misma para la
cirugía y con las cavidades abiertas, así como la pérdida por conducción del calor
vía la superficie de contacto. La propia anestesia provoca la redistribución del
flujo sanguíneo, deprimiendo la respuesta termorreguladora, y ocasionando
mayor pérdida de calor.
La hipotermia es responsable de diversos cambios fisiológicos:
•
•
•
Depresión respiratoria que se torna en bradipnea y ventilación por minuto
Disminuye el requerimiento anestésico y el metabolismo, prolongando la
recuperación.
Es altamente probable que como ocurre en los mamíferos, la respuesta a
las catecolaminas induzca bradicardia y arritmias.
En referencia a los sistemas de respiración para la anestesia, el más
recomendado para las aves es el Bain, y aunque no se han determinado las
tasas de flujo de gas, se supone adecuado que sean 2-3 ventilaciones por
minuto si se usa la pieza T, y para el circuito Bain, se puede emplear un flujo
más bajo de 150-200 ml / kg por minuto.
El ayuno en los pacientes psitácidos se recomienda que sea entre 2-4 horas,
ya que estos periodos cortos evitan la hipoglicemia y por otro lado reducen la
posibilidad de la regurgitación. En las aves que pesan entre 100-200 gramos,
no se recomienda el ayuno.
En aves débiles o enfermas, se recomienda la ventilación de presión positiva
intermitente de 6-10 respiraciones / minuto con presiones inspiratorias de 810 cm de agua.
En referencia a la terapia de fluidos en las aves, se ha reportado que las tasas
diarias de mantenimiento son de 40-60 ml / kg; sin embargo, es importante
tomar en cuenta la talla del ave antes de decidir la cantidad a administrar, ya
que se ha visto que entre menor es su talla, mayor es su consumo
proporcional por lo que los rangos pueden no ser útiles.
Se estima en base al peso corporal y el % de deshidratación, así:
Deshidratación en % x peso corporal (gramos)= déficit de fluidos (ml).
De este resultado, se puede administrar entre 1/3 -1/2 durante las primeras
6-12 horas, y el resto en las siguientes 24 horas.
La ruta PO solamente es útil si los pacientes se encuentran levemente
deshidratados, y están contraindicados en trauma encefálico, éstasis del TGI,
postración lateral de las aves y en casos de convulsiones.
La ruta subcutánea se emplea para administrar las necesidades de líquidos de
mantenimiento y para deshidratación leve, divididas en varios sitios como los
dobleces inguinales, la axila o el dorso. Utilizar las soluciones isotónicas.
La ruta IV se usa para aporte de fluidos en procedimientos de anestesia y
desde luego en casos de urgencias, lo mismo que la ruta IO. Para colocar el
catéter IV, se emplean las venas basílica (ulnar), metatarsiana medial o bien la
vena yugular, usando los de 24 g. Es importante recordar que las venas son
frágiles, por lo que es poco factible que el catéter permanezca en el sitio. Se
pueden suturar a la piel.
La ruta IO se usa en casos de hipotensión grave y /o en pacientes de talla
pequeña; se pueden usar catéteres del 18-24 g, agujas espinales de 18-25g y
agujas hipodérmicas de <2 cm. Los sitios más frecuentes para la colocación de
este tipo de acceso son la ulna distal y el tibiotarso proximal. No se
recomienda esta ruta en pacientes con sepsis o EMH. Se prefiere evitar las
soluciones alcalinas o hipertónicas por esta ruta, ya que dañan a la médula
ósea.
El tipo de soluciones que se emplean para la terapia de soporte, mantenimiento y rehidratación en las aves son los cristaloides como en NaCl al 0.9
%, la solución Ringer con lactato, Normosol y Plasmalyte-A. es muy
importante calentar los fluidos a 38-39 grados C para evitar la hipotermia
iatrogénica.
Durante procedimientos anestésicos, en pacientes sanos, se sugiere una dosis
de fluidos de 10 ml / kg / hora (aunque es posible que requiera una mayor
cantidad si es una especie aviar de talla pequeña), y los bolos de 10-20 ml en
un lapso de 5-7 minutos son bien tolerados.
Si se requiere de una trasfusión sanguínea por hemorragia, y no se tiene la
sangre, se ha reportado el uso de cristaloides a 3 veces el volumen de la
pérdida de sangre, tomado de recomendaciones para mamíferos, por lo que tal
vez se necesite un mayor volumen.
Las soluciones hipertónicas (NaCl al 7.5%), se usan en aves para expandir el
volumen intravascular durante la resucitación después de una hemorragia
severa. La principal ventaja de este tipo de fluidos es la expansión del volumen
IV, a ¼ del volumen que se usa de soluciones isotónicas. Se usa una dosis de
4 ml /kg administrada durante 10 minutos. Debido a la diuresis osmótica y la
redistribución, se necesita aplicar terapia de líquidos adicional con cristaloides
o coloides. No usar esta solución hipertónica en pacientes deshidratados, con
trauma craneano con hemorragia intracraneana, o con hipernatremia.
Como otra opción, se pueden usar los coloides sintéticos (hetastarch al 6 %) y
la oxiglobina, y los beneficios de estas dos duran más tiempo. Todas estas se
usan con cautela en pacientes con alteración renal, ya que su metabolismo es
por esa vía.
Se sugiere trasfusión sanguínea si el VPC es ≤ 20 %, o si hay hemorragia
mayor al 30 % del volumen total de sangre. Como anticoagulante para la
sangre de trasfusión, se recomienda el dextrosa-ácido-citrato (ACD) y el
adenina dextrosa fosfato citrato (CDPA-1) en una relación de 1:9
anticoagulante: sangre completa.
De las soluciones portadoras de hemoglobina, se puede usar 5 ml /kg (más 10
ml / kg de cristaloides) para los pacientes con pérdida aguda de sangre.
El soporte térmico se lleva a cabo durante toda la cirugía, ya que el paciente
debe ser monitoreado constantemente, usando los termómetros electrónicos y
las probetas esofágicas colocadas al nivel del corazón en el esófago torácico.
Las mejores opciones para evitar la pérdida del calor por radiación son
incrementar la temperatura del cuarto, aislar al paciente con campos de
plástico y asegurar los campos no quirúrgicos. Se usa poco alcohol para
preparar la piel, y la cantidad de plumas que se arrancan debe ser la mínima
necesaria. Se colocan recipientes con agua caliente cerca del paciente,
evitando el contacto directo con la piel del ave por posibles quemaduras.
Las urgencias durante la anestesia son comunes en las aves, por lo que se
deben anticipar las dosis de los medicamentos que se usan para tratar estos
casos; esto es, cuando ocurre arresto cardiaco se puede usar epinefrina a
0.05-0.5 mg / kg IV, intrapulmonar e intracardiaca. Si se presenta
bradicardia, la atropina a 0.01-0.02 mg / kg SC, IM, IV, IO, IT).
Inducción con mascarilla o cámara de anestesia.
En aves anseriformes, la inducción del agente inhalado con mascarilla ha sido
reportada como la responsable de apnea y bradicardia, mismas que pueden
prolongarse por 3-5 minutos. Se sabe que si se premedica a estas aves con
benzodiacepinas, se pueden evitar ambos efectos adversos. Si ocurren, se debe
retirar el agente inhalado y aportar solamente oxígeno al 100 % hasta que la
bradicardia resuelva.
Debido a la alta eficiencia del sistema respiratorio de las aves, el agente
inhalado rara vez requiere rebasar el 3 % durante la inducción.
Si se lleva a cabo la inducción con cámara de aire, la fase final de esta debe
ser con mascarilla para permitir un adecuado monitoreo del paciente.
Se aconseja la preoxigenación de las aves que pudieran presentar hipoxemia,
de acuerdo a algunas alteraciones o enfermedades como, obstrucción
respiratoria, enfermedad cardiaca, pulmonar o de los sacos aéreos. El oxígeno
aportado reemplaza al nitrógeno en el sistema respiratorio, apoyando la
reserva de O2 en los sacos aéreos. Suele ser necesario, de acuerdo con el
estado general del paciente, apoyar con O2 de 1-5 minutos antes del
procedimiento anestésico, y puede aportarse en una cámara de inducción o
con mascarilla (si las condiciones del paciente permiten la contención física).
Preanestésicos usados en aves de compañía
Antes de decidir si es útil la aplicación de agentes preanestésicos, se debe
tomar en cuenta que las aves pueden responder de manera paradójica a los
efectos de relajación, ansiolisis y sedación que se han reportado para otros
grupos animales al utilizar estos fármacos. Los sedantes y los tranquilizantes
normalmente NO tienen efectos analgésicos, por lo que si el procedimiento que
se llevará a cabo es potencialmente doloroso, se deben emplear analgésicos en
conjunto.
Los benzodiacepínicos como el diacepam el cual tiene como medio al alcohol,
al administrarse vía IV en las aves, produce excitación, taquicardia y
taquipnea. Si se aplica vía IM o SC en las aves, su acción es errática, por lo
que no es un fármaco de elección para las aves.
Otra benzodiacepina, el midazolam está diluido en agua, por lo que puede ser
inyectado vía IM / SC a dosis de 0.2-2 mg / kg; se recomienda la dosis más
baja como preanestésico. No se han reportado efectos cardiorrespiratorios
adversos con esta droga en las aves, aunque sí se reporta a regurgitación n
psitácidos de talla grande como las guacamayas y las cacatúas.
Solamente se recomiendan las dosis bajas de midazolam como preanestésico
en las aves psitácidas, si de benzodiacepinas se trata.
Los efectos de estos fármacos se revierten con el flumazenil.
Los agonistas α-2 adrenérgicos (xilacina, medetomidina), tienen pocas
ventajas de uso en las aves; si bien es cierto que existen varios agentes
antagonistas (atipamezole, yohimbina, tolazolina), se ha reportado que las
aves requieren dosis mucho más elevadas de este tipo de sedantes que los
mamíferos para lograr los efectos deseados de relajación. Se asocian como en
otras especies con depresión respiratoria, bloqueo cardiaco de grado II,
bradiarritmias y arritmias debidas a las catecolaminas.
Se usan con frecuencia combinadas con anestésicos disociativos y con otros
tranqulizantes, por lo que su aplicación puede ser más inconveniente que
provechosa en las aves.
Los anestésicos inyectables en las aves, tienen algunas ventajas en su uso,
como en el caso de las cirugías de cavidad oral, y tracto respiratorio superior
en donde la sonda endotraqueal impide la visualización.
Este tipo de anestésicos son usados en zoológicos dentro de los albergues y en
el campo, debido al mínimo equipo que se necesita, comparado con la
anestesia inhalada, pero eso mismo requiere una planeación estratégica para
evitar desastres, y esto es contar con fármacos para casos de urgencias,
sondas endotraqueales para que se dé apoyo respiratorio al finalizar el
procedimiento.
Entre los problemas que incluye la anestesia fija, se destacan los efectos
variables por talla y especie de ave, falla en la inducción, la necesidad de
obtener los pesos corporales exactos de los pacientes (báscula de gramos), y la
eliminación hepática y / o renal de los fármacos, la cual se puede ver alterada
si el ave cursa con un problema metabólico que afecte a uno o ambos de estos
sistemas.
Entre los anestésicos disociativos, la ketamina es el más utilizado en las
aves, pero no se recomienda administrarla sola, ya que produce una pobre
relajación muscular, contracciones mioclónicas, opistótonos y una
recuperación violenta. Normalmente la usamos para procedimientos
diagnósticos de corta duración y como inducción de la anestesia equilibrada,
combinada con benzodiacepínicos (midazolam), y también está reportada la
combinación con agonistas α-2 adrenérgicos.
Las dosis reportadas varían de 20-50 mg / kg por vía IM, SC o IV, ajustando la
dosis dependiendo de la talla del paciente y el objetivo para por el cual se ha
decidido utilizarla. La duración de su efecto varía de 5 a 20 minutos, la
recuperación puede llevar casi dos horas, ya que depende del estado
fisiológico, la dosis y la temperatura ambiental.
El propofol es otro tipo de anestésico inyectable, el cual debe adminitrarse por
vía IV; produce una rápida y suave inducción en las aves, pero siempre con
depresión respiratoria y apnea. Es potencialmente excitadora y de
recuperación prolongada, por lo que es indispensable dar soporte ventilador
durante todo el proceso de la anestesia. Si se usa, se sugiere dividir la dosis
total en cuartos, y aplicar ¼ cada 60 segundos para modificar la posible
depresión respiratoria.
Anestésicos inhalados- las concentraciones deducibles máximas (MAC, por
sus siglas en inglés) para el isofluorano y el sevofluorano para las aves, son de
1.44 % y de 2-3 % respectivamente. En las aves, el sevofluorano es menos
irritante, por lo que también reduce el estrés que causa la colocación de la
mascarilla. Cualquier anestésico inhalado produce disminuciones dosisdependientes de la función cardiaca. El isofluorano preserva de una mejor
manera el trabajo cardiaco comparado con el halotano (el cual NO se
recomienda en las aves porque deprime la respuesta a la concentración de
CO2, limitando la habilidad de estas especies para ajustar la ventilación en
respuesta a la PCO2), pero el primero altera el tono vascular sistémico y la
perfusión a los tejidos. Además, los agentes anestésicos inhalados también
pueden incrementar la presión intracraneana.
Si durante la cirugía o el procedimiento que se prolonga ocurren cambios
notables en la presión sanguínea en las aves, el médico debe verificar el
volumen del paquete celular (VPC), el cual puede modificarse por posibles
hemorragias (anemia) y la glucosa sanguínea, ya que ambas conducen a
hipotensión refractaria.
Analgesia en aves psitácidas
A pesar de que en muchos casos es muy complicado demostrar la presencia
del dolor, debemos asumir que muchas enfermedades, traumatismos y
procedimientos quirúrgicos lo producen, por lo que evitarlo es una ciencia
completa que redunda en mayor bienestar y tal vez la conservación de la vida
de nuestros pacientes.
Los animales y el hombre, poseen tres tipos de receptores opioides, que son: µ,
κ y δ (delta). En las investigaciones específicas con las aves psitácidas, se
determinó que éstas cuentan principalmente con receptores tipo κ, por lo que
es frecuente encontrar que se recomienda el butorfanol que es un receptor
agonista κ, aunque existe debate porque estudios recientes en anfibios
sugieren la presencia de los tres tipos de receptores mencionados, y se asume
que evolutivamente pueden coexistir en las aves. Sin embargo, se requieren
investigaciones más profundas al respecto.
El dolor es mucho más difícil de determinar en las aves que en perros o gatos,
y las principales modificaciones del estado general suele ser conductuales,
tales como depresión, inmovilidad, comportamiento silencioso, ojos
semicerrados, falta de acicalamiento, ajenos al medio que les rodea y
diferentes grados de anorexia.
En la actualidad, se emplea la analgesia equilibrada, debido a que el proceso
de la percepción del dolor incluye diferentes etapas y rutas; este tipo de
abatimiento del dolor debe incluir fármacos con diferentes mecanismos de
acción para atacar las diferentes rutas que desencadenan la nocicepción.
En las aves, se utilizan analgésicos de distintas clases, como los opioides, los
antiinflamatorios no esteroideos (AINE´s), los anestésicos locales, los agonistas
alfa y los anestésicos disociativos.
Las aves hospitalizadas y / o enfermas, muestran signos de ansiedad y dolor,
por lo que se recomienda ampliamente el uso de los analgésicos;
Opioides- A pesar de la creencia de que estos fármacos causan depresión
respiratoria en las aves, lo que ocurre en realidad es que a las dosis
adecuadas provocan un estado de relajación sin dolor.
Las dosis recomendadas para el butorfanol en las aves son de 1-2 mg / kg IM,
así como en tasa de infusión constante. Este tipo de fármacos provocan un
efecto moderado de los anestésicos inhalados.
El butorfanol es utilizado con frecuencia como un agente de premedicación
para procedimientos quirúrgicos.
Si ocurre hipotensión durante la cirugía, puede deberse a la vasodilatación
provocada por el agente inhalado, lo cual requiere atención inmediata, y de ser
necesario, puede usarse la atropina (0.04 mg / kg).
AINE´s-También es recomendable la administración intraoperatoria de
AINE´s, tal vez 20 minutos antes de concluir con el procedimiento anestésico,
ya que estos fármacos reducen la sensibilidad de los tejidos que resulta del
traumatismo quirúrgico, y reducen la dosis requerida de los opioides.
En nuestra práctica clínica (Centro Veterinario México), utilizamos con
frecuencia el meloxicam IM a dosis de 0.5 mg / kg, siempre y cuando los
valores de la función renal y la normovolemia (pacientes hidratados de forma
correcta) sean adecuados.
cual impide la trasmisión de impulsos dolorosos. Si se usan antes de la
cirugía, estos anestésicos bloquean el sitio de la herida quirúrgica. Se puede
mezclar la lidocaína al 2 % con la bupivacaína al 0.5 % en la misma jeringa,
y se aplica una dosis de 1 mg / kg de cada uno de los fármacos, inyectando de
forma subcutánea en diversos sitios. Se usan como parte del manejo
equilibrado de analgesia / anestesia en las aves.
Procedimientos clínicos en reptiles: toma de muestras
sanguíneas, patología clínica, analgesia y anestesia.
Los casos clínicos en reptiles, se relacionan en la mayoría de las situaciones
con problemas del ambiente artificial en el que habitan, conjuntamente con
una falla en el aporte de la dieta (tipo, hora del día, hábitos alimenticios, etc),
además de problemas infecciosos y no infecciosos (nutricionales y tóxicos).
De manera general, el volumen sanguíneo de los reptiles comprende entre el
5- 8 % del peso corporal, por lo que se puede extraer de forma segura
(dependiendo el estado general del paciente), el 8 % del volumen total de
sangre (0.8 ml en un paciente de 100 gramos)
Toma de muestras: se aconseja procesar la muestra tan rápido como sea
posible, debido a que la sangre de los reptiles es frágil.
Para las muestras de sangre para hemograma, existen diferencias de acuerdo
al tipo (familia) de reptil, y en el caso de serpientes y lacertílidos
(lagartijas), las muestras deben colectarse en tubos con heparina de litio o en
EDTA; para los quelonios (tortugas), se sabe que las muestras únicamente se
conservan adecuadamente en heparina, porque el EDTA causa lisis de las
células eritrocíticas.
Sitios de venopunción:
Lacertílidos (lagartijas): los sitios de punción preferidos son: vena ventral
coccígea (de ¼ a ½ de la distancia total de la cloaca a la punta de la cola; vena
yugular (normalmente se usa para iguanas de talla media a grande, y es
frecuente que se deba realizar venodisección; se puede localizar en una línea
imaginaria entre la membrana timpánica y el hombro), y en todos los casos se
recomienda utilizar una aguja de 21-25 G, con jeringa de 1-3 ml.
Quelonios (tortugas): la punción venosa es difícil, aunque la vena yugular es
un sitio preferido, encontrando la vena en el aspecto medial lateral del cuello, a
la altura de la membrana timpánica; la vena dorsal coccígea también se emplea
en tortugas, y se localiza en la línea media dorsal extendiendo la cola, y
apuntando la aguja en dirección craneal. Se recomienda utilizar una aguja del
21-25 G y una jeringa de 1-3 ml.
Serpientes: en estas especies, la vena ventral coccígea, es el sitio de elección, y
se localiza entre 1/3 y ½ de la longitud total entre la cloaca y la punta de la
cola. La aguja se coloca en un ángulo de 45 º hacia craneal entre las vértebras,
y se inserta hasta el nivel de las vértebras, y entonces se retrae el émbolo. Se
prefiere utilizar una aguja del 21-25 G, y una jeringa de 1-3 ml.
La cardiocentésis no se recomienda.
Eritrocitos: igual que en las aves son nucleados.
Los reptiles presentan un valor de VPC más bajo que otras especies no
tradicionales, el cual fluctúa en términos generales entre el 25-45 %
dependiendo de la especie, por lo que un valor menor a 20 %, se asocia con
anemia.
Las variaciones en las cuentas eritrocitarias en los reptiles se asocian con
medioambiente y estación climática, sexo y estado nutricional.
En general, las iguanas presentan cuentas de células rojas de 1.5 millones /
µL, las serpientes de 1 millón / µL y las tortugas terrestres de 300,000600,000 / µL.
Anemia: en reptiles, las causas generales de anemia, incluyen pérdida de
sangre, mala nutrición, infecciones crónicas y toxinas.
Leucocitos:
Heterófilos: asociados a inflamación aguda en reptiles, y son similares en
función a los neutrófilos de los mamíferos, es decir la fagocitosis y la actividad
microbicida. El estrés aumenta su número en la sangre en los reptiles.
Monocitos: respuesta inflamatoria crónica. Se han reportado con frecuencia en
serpientes con infecciones bacterianas severas, son descritas como células con
importantes funciones fagocíticas y son importantes en la respuesta
granulomatosa a las infecciones microbianas en los reptiles.
Azurófilos: se han hecho hipótesis de que es un tipo de monocito, aunque su
función no es conocida. Son células que se han reportado en las iguanas y
algunas especies de serpientes
Eosinófilos, basófilos y linfocitos: funciones similares a las de los mamíferos.
Se ha reportado que algunas especies de serpientes como el pitón bola carecen de
eosinófilos, en la boa constrictora se sabe que los números de estas células
pueden ser bajos. En tortugas los números de eosinófilos son elevados, mientras
que son bajos en las lagartijas.
También se ha reportado que algunas especies de tortugas acuáticas presentan
elevadas cantidades de basófilos; igual que en otros órdenes animales, los
basófilos liberan histamina.
Trombocitos: son nucleados, y parecidos a los linfocitos, pero con diferencias
morfológicas en el núcleo. Igual que en los mamíferos, se asocian con funciones
hemostáticas y de reparación de las heridas.
La trombocitopenia se asocia a desórdenes de la coagulación en reptiles
Química sanguínea:
AST, ALT y FAS: no son útiles en el diagnóstico de enfermedades hepáticas en
reptiles, ya que no son específicas de ningún tejido. El daño hepático general se
asocia con elevaciones de algunas enzimas como las mencionadas, por lo que es
necesario diferenciar de daño muscular midiendo la CPK.
No existen pruebas comerciales para la biliverdina, que es el pigmento biliar más
importante en los reptles, ya que carecen de la enzima biliverdina reductasa para
la trasformación de biliverdina a bilirrubina.
CPK: asociadas a daño muscular.
Colesterol: elevado como acción secundaria a los triglicéridos en casos de
lipidosis hepática. Puede estar elevado en estados fisiológicos como la
vitelogénesis.
Glucosa: está influenciada por diversos factores como el estado metabólico, la
nutrición, el estrés (agudo y crónico).
Hipoglicemia: se asocia con inanición y debilidad.
Hiperglicemia: estrés, y la diabetes es reportada en raras ocasiones.
Ácido úrico: los reptiles terrestres también excretan este producto como el
metabolismo final del nitrógeno.
Hiperuricemia: se relaciona con deshidratación grave, enfermedad renal severa e
ingestión de altas cantidades de proteína en la dieta, por ejemplo en especies
herbívoras.
Es común en casos de gota articular y / ó visceral en reptiles herbívoros
alimentados con fuentes proteicas de origen animal.
Hipouricemia: puede presentarse en casos de hepatopatías severas por baja
producción hepática.
Urea: la producción y la excreción en reptiles acuáticos es baja, y no se considera
como una herramienta de diagnóstico.
Calcio y fósforo: la relación Ca-P, es 2:1 en reptiles, y son valores de importancia
para el diagnóstico de enfermedad renal en lagartijas, no así en tortugas y
serpientes.
La hipercalcemia es común en hembras en estado reproductivo.
Proteínas totales
Los valores plasmáticos de las proteínas en los reptiles fluctúan entre 3-8 g/ dL.
Hipoproteinemia: se relaciona con alteraciones en la dieta (mala nutrición),
pérdida de sangre, enfermedad intestinal, enfermedades crónicas del hígado y del
riñón y caquexia.
Hipoalbuminemia: anorexia prolongada, enteropatías perdedoras de proteínas,
nefropatías, enfermedades hepáticas crónicas.
Hiperalbuminemia: deshidratación y hembras en estados reproductivos.
Anestesia en reptiles
Para cualquier procedimiento que involucre el manejo de los reptiles en
condiciones hospitalarias y diagnóstico / tratamiento, es muy importante tomar
en cuenta uno de los aspectos fisiológicos y adaptativos de los reptiles, el cual se
refiere a la ectotermia, o sea la regulación externa de la temperatura corporal.
Como sabemos, este orden anima depende del calor medioambiental para lograr
mantener la homeostasis; hablando en general, la tasa metabólica de los reptiles
es mucho más lenta comparada con mamíferos o aves de la misma talla, y más
importante aún, es que cada especies tiene una tasa metabólica propia con
rangos de temperatura óptimos, dentro de lo que se conoce como el rango de
temperatura óptima preferida (POTR, por sus siglas en inglés). Las especies
pequeñas de reptiles que son carnívoras, poseen las tasas metabólicas más
elevadas, mientras que las especies de tallas grandes requieren incrementar su
tasa después de la ingestión de la comida, lo cual se relaciona con buscar y
encontrar un rango de temperatura más elevado.
Los efectos de los medicamentos de cualquier tipo en los reptiles son en su
mayoría desconocidos o conocidos insuficientemente, por lo que no existen
protocolos universales para la farmacología; esto afecta de manera importante la
administración de drogas anestésicas y el monitoreo durante los procedimientos
que la requieren.
Los problemas de alojamiento son la causa más frecuente de manifestaciones
clínicas en este grupo animal, las cuales normalmente están acompañadas de
deshidratación e hipotermia (lo cual afecta el metabolismo de los fármacos), dieta
inadecuada y mala nutrición (las cuales tienen efectos sobre los sistemas
digestivo, incluyendo el hígado, y el renal), impactando directamente el
metabolismo de las drogas también.
Debemos entender que un procedimiento de contención química y alivio del dolor
en los reptiles, requiere mucho más que consultar las dosis de los medicamentos
y saber llevar a cabo el procedimiento quirúrgico o de diagnóstico, ya que es
indispensable conocer la fisiología de estas especies.
Los reptiles quelonios (tortugas), lacertílidos (lagartijas) y las serpientes, tienen
todos un corazón con 3 cámaras, a diferencia de los cocodrilos en los que poseen
4 compartimentos; también, los reptiles son capaces de trasformar su metablismo
a anaerobio, provocando academia con una reducción consecuente en la afinidad
de la hemoglobina por el oxígeno, retrasando el transporte del mismo. En este
proceso ocurre un desvío de la parte derecha a la izquierda del corazón.
Además, la temperatura medioambiental (quirófano, hospital), afectará sin duda
la frecuencia cardiaca y la perfusión a los tejidos.
El ayuno preanestésico no es necesario para la mayoría de los reptiles que vemos
en la consulta, a excepción tal vez de los carnívoros que pueden regurgitar el
alimento. No debemos usar la vía oral de hidratación previo a la cirugía, por
posibilidad de regurgitación y broncoaspiración.
Es determinante observar la respiración normal del reptil antes de la anestesia,
para evaluar la profundidad de la misma, y reproducirla durante el procedimiento
anestésico.
También durante la anestesia, el reptil debe mantenerse dentro de su POTR, ya
sea calentando el quirófano / cuarto de diagnóstico, usando sistemas de
circulación de agua caliente o colocando fuentes cercanas (recipientes) con agua
caliente, teniendo precaución de no quemar al paciente. Es muy importante no
sobrecalentar a los reptiles para evitar deshidratación severa y accidentes fatales.
En el periodo de recuperación, es importante tomar en cuenta que si se usaron
gases anestésicos, deben retirarse de inmediato cuando finaliza el procedimiento,
y mantener con la sonda endotraqueal al reptil hasta que respire de manera
espontánea; los elevados niveles de O2 empleados durante la anestesia inhalada,
suprimen la conducción respiratoria de estas especies, y si se continúa la
suplementación de oxígeno, la respiración espontánea tardará mucho más. Una
forma de evitar lo anterior, es aplicar ventilación a presión positiva con aire
ambiental con el ambú, y la otra usar dióxido de carbono junto con el O2 durante
la recuperación; sin embargo, la primera opción es más sencilla. Si el reptil sufre
de enfermedad respiratoria e hipoxemia, entonces sí se justifica el aporte de
oxígeno aún en el periodo de recuperación.
Es necesario continuar con el monitoreo de la FC y la FR durante la recuperación,
aunado a la evaluación de los reflejos palpebral, corneal, y el impulso del retiro de
los miembros y de la cola al jalarlos. Es importante también mantener este tipo de
pacientes en su ZTOP durante y después de la recuperación.
Analgesia en reptiles
Contrario a la creencia que los reptiles no experimentan el dolor, se han
encontrado los nociceptores similares a los de los mamíferos, por lo que es
determinante que cualquier procedimiento que pueda ser doloroso, reciba un
tratamiento efectivo.
Durante la anestesia, es muy importante evaluar los posibles signos de dolor en
los reptiles, entre los cuales se destacan: movimientos voluntarios, elevaciones de
la frecuencia cardiaca y de la respiratoria.
De forma transoperatoria (20-30 minutos antes de finalizar la cirugía en pacientes
críticos), se recomienda también el uso de AINE´s en conjunto con los opioides;
sin embargo, es necesario recordar que este último tipo de analgésicos puede
exacerbar las alteraciones renales y / o del tracto GI.
Los anestésicos locales son de gran ayuda, comúnmente infiltrados para
procedimientos de cirugía de tejidos blandos u ortopedias.
Los agentes opioides (butorfanol, buprenorfina), aparte de actuar como
analgésicos, también provocan sedación moderada, y al ser parte de un
procedimiento de analgesia / anestesia equilibrada, reducen las dosis del resto de
los fármacos empleados.