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TÉCNICA DE LABORATORIO PARA LA CRÍA DE
Thrips tabaci LINDEMAN (THYSANOPTERA: THRIPIDAE)
Alejandro Durán López Velarde1
Viviana Onofre Chino2
Agustín Aragón García3
Cesáreo Rodríguez hernández4
Ana Ma. Tapia Rojas3
Jesús Francisco López-Olguín1,3,*
1
3
Posgrado en Ciencias Ambientales
Departamento de Agroecología y Ambiente
Instituto de Ciencias, BUAP
*cs002116@siu.buap.mxT
2
Escuela de Biología
BUAP
4
Entomología
Instituto de Fitosanidad
Campus Montecillo, Colegio de Postgraduados
En: AVANCES EN AGROECOLOGÍA Y AMBIENTE VOL. I. López-Olguín J. F.,
A. Aragón G. y A. M. Tapia R. (Eds.). 2007. Publicación especial de la Benemérita
Universidad Autónoma de Puebla. Puebla, México. pp. 327-336.
ISBN: 978 968 9391 07 4.
Avances en agroecología y ambiente Vol. I
RESUMEN
Se presenta una técnica para la cría en laboratorio de Thrips tabaci Lindeman, plaga de
importancia mundial en plantas ornamentales y hortalizas. El método consiste en una
modificación del método de Murai e Ishii (1982), al utilizar germinados de semillas de haba
(Vicia faba L.) como sustrato de alimentación y oviposición, debido a su alta
disponibilidad, bajo costo y a que no se requiere de un espacio o equipo especial, además
de que se reduce el riesgo de contaminación de hongos y otros insectos. El método permite
obtener suficientes larvas y adultos para su utilización en estudios experimentales de
laboratorio, invernadero o campo.
Palabras clave: cría de insectos, método de cría, trips.
INTRODUCCIÓN
Los trips pertenecen al Orden Thysanoptera, su tamaño oscila entre 0.3 y 14 mm, aunque en
zonas tropicales los hay más grandes. Por sus hábitos alimenticios, hay especies
depredadoras, parasitoides y fitófagas. Estas últimas producen daños directos a las plantas
al alimentarse de hojas jóvenes, pétalos de flores y frutos en desarrollo, e indirectos por ser
vectores de virus fitopatógenos (Johansen y Mojica, 1997). Por ello, no es sorprendente que
ciertos miembros del Orden sean reconocidos como plagas de importancia económica,
como es el caso de T. tabaci, cuyos daños son causados al incrustar el ovipositor de la
hembra en el tejido de la planta, y por la alimentación tanto de adultos como de larvas al
penetrar el tejido con las partes bucales para adsorber los líquidos de las células (Johansen,
1999). Debido a su importancia agrícola, además de que en México no se encontraron
referencias sobre estudios de la biología y cría de este insecto (Sánchez et al., 2001) se
desarrolló una técnica para su cría en laboratorio. La técnica o método para la cría se
propone como una contribución para posteriores estudios sobre biología, hábitos de vida y
el diseño de estrategias efectivas para el manejo racional y económico en el marco de un
programa de Manejo Integrado de la Plaga.
Antes de establecer una cría de trips, es importante considerar los objetivos para la
producción masiva del insecto. Una vez establecida la cría, es necesario realizar
determinaciones taxonómicas antes y durante el mantenimiento de la cría. El equipo técnico
debe estar diseñado para asegurar un ambiente confiable y el material utilizado debe ser
evaluado de tal manera que no sea un problema para el mantenimiento de la cría. Otro
parámetro que se debe considerar, es el tipo de sustrato de alimentación, el cual puede
variar según los objetivos, por lo que se recomienda obtener toda la información biológica
disponible en la literatura (alimento, ciclo de vida, hospederos etc.), de la especie, ya que
los hospederos naturales preferidos pueden no ser el alimento más conveniente para la cría
de insectos. Estos aspectos son muy importantes para mantener un control de calidad de los
insectos y evitar o disminuir la contaminación por bacterias, hongos e insectos ajenos a la
cría. Es importante señalar que muchas especies de trips son difíciles de criar en laboratorio
ya que tienen una tendencia a escapar de las cajas donde se encuentran confinados (Lewis,
1997), debido a que son insectos muy pequeños, frágiles, difíciles de manipular, de
transportar y por lo tanto de criar en cautiverio (Lewis, 1973), por lo que se recomienda
evaluar con detalle el material y los recursos económicos disponibles.
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Técnica de laboratorio para la cría de Thrips tabaci
CICLO DE VIDA Y CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS DE T. tabaci
CICLO DE VIDA
El ciclo de vida de T. tabaci esta integrado por cuatro estados biológicos; huevo, larva,
pupa y adulto (Figura 1) y la duración promedio va de 23 a 40 días como se muestra en el
Cuadro 1.
Fuente: Quintanilla (1980)
Figura 1. Ciclo biológico de T. tabaci
Cuadro 1. Duración en días (medias) de los diferentes estados e instares de
T. tabaci en laboratorio (27 ± 1 °C, 70 ± 5% H.R. y 16:08 horas L:O).
Estado
Huevo
Larva
I
II
Prepupa
Pupa
Adulto
Huevo – Adulto
Tiempo (días)
Rango
5.9
5-7
1.2
5.0
1.6
2.1
14.3
30.1
1-2
4-6
1-2
2-3
10 - 20
23 - 40
Fuente: Onofre (2005)
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Avances en agroecología y ambiente Vol. I
CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS
Huevo
Son de forma arriñonada, de color blanco cristalino cuando son depositados en el tejido
vegetal y de consistencia delicada (Quintanilla, 1980; Salas et al., 1993; Onofre, 2005).
Presentan una longitud y ancho promedio de 0.22 y 0.11 mm, durante su desarrollo el
tamaño se incrementa a 0.30 mm de largo con 0.20 mm de ancho y su color se torna
amarillo oscuro, pudiéndose observar la presencia de dos puntos rojizos (manchas oculares)
en el extremo anterior (ligeramente más estrecho que el extremo posterior) que representan
los ojos, esto indica que el huevo está por eclosionar (Salas et al., 1993; Onofre, 2005).
Larva I
Recién emergida, la larva es de color blanco transparente, cambiando a amarillo claro
durante su desarrollo. En promedio mide 0.5 mm de largo y 0.1 mm de ancho, presenta ojos
compuestos, rojos y pequeños, pero con el paso de las horas se tornan rojizos obscuros;
tiene un par de antenas con siete artejos, el cuarto artejo es mucho más grande que los
demás, los últimos dos se observan muy rudimentarios; tórax con los tres segmentos
torácicos poco diferenciados con tres pares de patas pequeñas, transparentes y robustas,
carece de sacos alares; los terguitos abdominales son muy estrechos y poco diferenciados.
Durante su desarrollo el abdomen se alarga en forma de “U” observándose mejor los
terguitos abdominales (Onofre, 2005).
Larva II
La larva de segundo instar es de color amarillo claro, que cambia a un amarillo más intenso
conforme se desarrolla, al inicio tiene una longitud promedio de 0.82 mm con un ancho de
0.2 mm, incrementa su tamaño con el tiempo notándose 11 segmentos abdominales, sus
movimientos son más rápidos que en la Larva I. Este instar se caracteriza por su color
amarillento y mayor actividad motriz (Salas et al., 1993; Onofre, 2005). Los ojos
compuestos son pequeños y rojizos, las antenas tienen siete artejos, el 4o artejo es más
grande que los demás, los últimos dos artejos antenales se observan como una prolongación
del 5o artejo, semejante a una espiga de pelos. El 3er segmento torácico es más ancho y
carece de sacos alares. Las patas son más largas y delgadas, se diferencian la coxa, el
fémur, la tibia y el tarso, este último segmento se observa más obscuro, debido a la
presencia de la vesícula retráctil que posee (Onofre, 2005).
Prepupa
Es de color blanco brillante, tiene una longitud y ancho promedio de 0.99 y 0.25 mm,
respectivamente. Los ojos son rojizos y más grandes que los de la larva II, recién emergida
mantiene las antenas hacia delante pero durante su desarrollo poco a poco las dirige hacia el
dorso de la cabeza, presenta rudimentos alares poco desarrollados que emergen de la parte
dorsal a nivel del 2o par de patas y del 2o terguito. Es inactiva a menos que se le moleste
(Salas et al., 1993; Onofre, 2005).
Pupa
Recién formada es de color blanco claro-brillante, el color no difiere mucho con el de la
prepupa. Presenta una longitud y ancho promedio de 0.98 y 0.26 mm, a simple vista se
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Técnica de laboratorio para la cría de Thrips tabaci
observa más ancha que los demás estados, es una pupa inactiva libre con los apéndices
expuestos y separados del cuerpo. Presenta ojos rojizos tornándose a obscuros y más
grandes que en la prepupa, y se observan a la vez las omatidias que conforman el ojo
compuesto. Las antenas están dirigidas por completo hacia el dorso de la cabeza, casi
pegadas al tórax, están compuestas por siete artejos, los últimos asemejan un racimo de
pelos, los sacos alares están más desarrollados llegando hasta el 6o segmento abdominal. A
medida que la pupa madura se observa en el interior de los sacos alares, la formación de los
flecos dando la apariencia de un color obscuro en los márgenes de los mismos, que originan
las alas verdaderas del adulto (Salas et al., 1993; Onofre, 2005).
Adulto
Recién emergido es de color amarillo marrón claro que cambia a marrón oscuro durante su
desarrollo. Presenta una longitud y ancho promedio de 1.3 y 0.3 mm respectivamente, a
nivel abdominal; ojos compuestos, obscuros y pequeños; antenas compuestas por siete
artejos dirigidas hacia el frente de la cabeza; alas desarrolladas tipo plumosa, con una
prolongación promedio de 0.8 mm (Salas et al., 1993; Onofre, 2005).
MÉTODOS Y TÉCNICAS DE LABORATORIO PARA LA CRÍA DE T. tabaci
Entre los métodos de cría que descritos para T. tabaci, algunos utilizan plantas hospedantes
completas en invernadero como plantas de cebolla Allium cepa L. (Lall y Singh, 1968);
estas técnicas han dado buenos resultados para mantener una cría constante de todos los
estados e instares, pero no es fácil distinguir la edad de los individuos.
En laboratorio, utilizan órganos o partes de plantas, como germinados de semilla de haba
(Vicia faba) (Murai y Loomans, 2001); catáfilas de hojas de cebolla (Salas et al., 1993;
Jiménez y Roscandido, 1996); hojas de Emilia sagittata (Sakimura, 1932); en polen de té
verde Camellia sinensis y de pino Pinus thunbergii (Murai, 1998); solución de miel y
granos de polen de té verde C. sinensis (Murai, 2000) y en tejidos de hoja de cebolla
(Edelson y Magaro, 1988); estos métodos son apropiados para mantener crías pequeñas de
trips y la sincronización de instares. El utilizar partes de plantas como sustrato hospedero,
facilita el manejo y la observación, pero los métodos en los que se usan hojas o discos de
hojas requieren tiempo de preparación, son más vulnerables a la contaminación de
bacterias, hongos y de otros insectos, además el material vegetal tiene un tiempo de vida
limitado.
Las condiciones ambiéntales en las crías de T. tabaci son de gran importancia, para
temperatura se reportan rangos de 10 a 32 ± 1 °C (Murai, 1998, 2000; Murai y Loomans,
2001; Jiménez y Roscandido, 1996; Salas et al., 1993); fotoperiodo de 16:08 horas
luz:oscuridad (Murai, 1998, 2000; Murai y Loomans, 2001) y humedad del 60% al 100%
(Murai y Loomans, 2001; Salas et al., 1993).
COLECTA, MONTAJE Y DETERMINACIÓN DE TRIPS
En campo se realizan colectas de trips a lo largo del ciclo de cultivo de cebolla y en
malezas cercanas al cultivo. Los adultos se colectan mediante el sacudido de la planta sobre
una hoja de papel de color blanco, tamaño carta, para distinguirlos fácilmente. Los insectos
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Avances en agroecología y ambiente Vol. I
se recogen con un pincel fino (No. 000) de pelo de camello y se depositan en recipientes
con alcohol al 70% para su traslado y determinación en el laboratorio.
En el laboratorio, los trips adultos una vez fijados en alcohol al 70%, pasaran por un
proceso de deshidratación progresiva con alcohol. Después se cambian a xileno y se dejan
1 minuto para aclararlos. Enseguida se realiza el montaje de los trips, cuidando de dejar los
especímenes en posición dorsal con las alas bien extendidas acorde a la técnica descrita por
Johansen y Mojica (1997). Una vez que el espécimen quede en posición dorsal, se coloca
sobre él un cubreobjetos. Durante el proceso de montaje se emplea un microscopio
estereoscópico.
Se recomienda realizar una determinación taxonómica preliminar de los ejemplares con la
ayuda de las claves de Mound y Marullo (1996) y un microscopio óptico.
MÉTODO DE CRÍA PARA T. tabaci
Este método es una modificación del de Murai e Ishii (1982), al utilizar germinados de
semillas de haba (Vicia faba L.) como sustrato de alimentación y oviposición de T. tabaci,
debido a su disponibilidad, bajo costo y a que no se requiere un espacio o equipo
especiales, además de que se evita el riesgo de contaminación de hongos y otros insectos.
El proceso completo para el establecimiento, manejo de la cría de T. tabaci y para la
obtención de los individuos de ensayo (larvas y adultos) se muestra en la Figura 2.
Colecta de trips en campo
Determinación
taxonómica y
confirmación
de la especie T. tabaci
Montaje y
determinación
taxonómica en
laboratorio
Establecimiento de una colonia de
trips en invernadero
Mantenimiento de
colonia y siembras
escalonadas de cebolla
Cría en laboratorio. Cámara
ambiental. Humedad 70%, 27 °C
Fotoperiodo 16:08 L:O
Mantenimiento de
cría, germinados de
haba como
sustrato de
oviposición y
alimentación
Sincronización Adultos
Sincronización de larvas
Oviposición de adultos 48 horas
Oviposición de adultos 24 horas
Observación hasta Pupas
Observación inicio de eclosión
Figura 2. Diagrama del procedimiento para el establecimiento y manejo de la cría de T.
tabaci y obtención de individuos (larvas y adultos).
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Técnica de laboratorio para la cría de Thrips tabaci
Con el fin de contar periódicamente con plantas para iniciar y mantener una población de
trips en invernadero, se realizan siembras de cebolla. Las plantas se infestan con larvas y
adultos de trips colectados en campo en el momento que alcanzan una altura promedio de
15 cm. El invernadero debe estar libre de la aplicación de productos químicos.
Cuando se observa un número superior a 10 adultos por planta, se procede a colectar de
cada una de las plantas tres muestras de trips, para su determinación en el laboratorio.
Confirmada la especie, se colocan 150 hembras partenogenéticas en estado adulto de edad
desconocida, con un pincel fino de pelo de camello, en recipientes de PVC transparentes
(4.5 cm de altura x 3.8 cm diámetro) y se trasladan al laboratorio para iniciar la cría, en
condiciones controladas.
Los adultos hembras se distribuyen en 15 unidades de cría (frascos de PVC) a los que se les
realiza una abertura en cada lado de 5 mm de largo por 5 mm de ancho, para favorecer una
mejor ventilación. Dichos orificios se cubren con malla de serigrafía de poliéster de color
naranja adherida con silicón (Figura 3). En el fondo de cada frasco se coloca un disco de
papel filtro humedecido aplicando dos o tres gotas de agua bidestilada y sobre éste, una
semilla de haba previamente germinada, a la cuál previamente se le retira la testa (Figura
4).
Parafilm
Malla
Haba germinada
Papel filtro
Figura 3. Unidad de cría; frasco de plástico.
Figura 4. Semillas de haba germinada sin testa.
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Avances en agroecología y ambiente Vol. I
Para la germinación de las habas, éstas se lavan con detergente biodegradable y después se
depositan en recipientes con agua suficiente para la germinación. El agua se cambia cada
12 horas. Una vez germinadas las semillas, lo que ocurre entre los 4 y 6 días después de su
colocación en el recipiente, se les retira la testa y se lavan con agua bidestilada. Las habas
germinadas, cuando no se usen en la cría, se pueden mantener en refrigeración por 2 días
hasta su utilización.
Los frascos, las pinzas entomológicas y el resto del material utilizado se limpian con
alcohol al 70% antes de usarse para reducir la contaminación de hongos y de otros insectos.
Los adultos hembras partenogenéticas se colocan durante 48 horas para que ovipositen en
el haba recién germinada y después se cambian a otras unidades de cría, éste procedimiento
debe ser constante para mantener la cría de los diferentes instares del insecto. La parte
superior de las unidades de cría se cubre con una doble capa de Parafilm, la cual se retira y
cambia en cada observación, para evitar la rotura de la misma y el escape de los individuos.
Para la sincronización de los instares y obtener las larvas de edad conocida, se colocan de
20 a 35 adultos hembra por unidad de cría durante 24 horas, tiempo en que ovipositan en el
haba, transcurrido el tiempo los adultos se retiraran y las unidades se mantienen en
observación hasta la aparición de larvas del primer instar. Las unidades de cría se colocan
en charolas de poliestireno identificadas con fecha y hora. Este procedimiento debe ser
continuo.
Los adultos de edad conocida se obtienen de de la misma forma que las larvas, pero los
adultos se deben mantener por 48 horas para que ovipositen, después se retiran y se
mantienen en observación hasta que aparecen las primeras pupas (Figura 5).
Figura 5. Pupas de T. tabaci sobre haba.
Las observaciones de las unidades de cría se realizan con un microscopio estereoscopio y
una lente de aumento, la manipulación de los insectos se debe realizar con pinceles finos de
pelo de camello a los que se les retiran pelos para facilitar el manejo de los insectos.
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Técnica de laboratorio para la cría de Thrips tabaci
RECOMENDACIONES
La cría masiva puede mantenerse en una cámara de crecimiento a una temperatura de 27
o
C, con una humedad del 70% y un fotoperiodo de 16:08 luz-oscuridad. La cámara
microclimática o espacio donde se mantenga la cría, debe de limpiarse con yodo, formol u
otro tipo de sustancia desinfectante para disminuir la contaminación.
En el caso de que las plantas de cebolla sean atacadas por pulgones (áfidos), se recomienda
eliminarlos de manera manual y emplear agua y jabón neutro para rociar a las plantas
atacadas.
Otro problema que se puede presentar es la presencia de hormigas (Hymenoptera:
Formicidae) que, de acuerdo a observaciones propias, son depredadoras de larvas, pero no
se observaron alimentándose de adultos o pupas. Las hormigas observadas en el
invernadero pertenecen a la especie Monomorium ebenium.
Uno de los principales problemas en el trabajo de laboratorio es la manipulación de los trips
debido a su tamaño y delicadeza para manejarlos. Para la manipulación de huevos y larvas
de primer instar se sugiere utilizar pinceles No. 000 con menos pelos (de 4 a 5 pelos).
Es necesario que las semillas de haba se laven perfectamente con agua y jabón antes de
ponerlas a germinar para quitarles posibles microorganismos. El crecimiento de hongos en
las habas se presenta ocasionalmente, todas las habas contaminadas se deben desechar. El
material a utilizar (frascos, pinzas entomológicas, cajas de Petri, etc.) deben de estar muy
bien lavados y desinfectados antes y después de su uso. El material debe desinfectarse con
alcohol al 96% y posteriormente con cloro comercial. Durante el trabajo se debe usar bata,
cubre bocas y guantes, para reducir problemas de contaminación.
Los recipientes que se utilicen para el germinado de las habas deben estar completamente
limpios y desinfectados. Durante el proceso de germinación, el agua empleada para
sumergir las semillas debe cambiarse continuamente para evitar una contaminación
prematura. Las semillas de habas utilizadas deben ser de tamaño pequeño para facilitar su
manejo dentro de los frascos. El control de la humedad dentro de los frascos es muy
importante, ya que el papel filtro húmedo ayuda a que el haba permanezca fresca por un
largo tiempo.
La formación de pequeñas gotas de agua en la pared de los frascos es otro problema que se
presenta frecuentemente, principalmente para las larvas de segundo instar, ya que algunas
quedan atrapadas entre las gotas de agua. Estas gotas se deben eliminar durante las
observaciones.
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