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“EL PAPEL DE LAS CITOCININAS EN LA SENESCENCIA FOLIAR DURANTE EL LLENADO DE FRUTOS EN GIRASOL”. M. A. Mangieri, A. J. Hall, G. Striker y C. A. Chimenti IFEVA, Facultad de Agronomía, Universidad de Buenos Aires, CONICET Avda. San Martín 4453 (C1417DSE) Buenos Aires, Argentina. chimenti@agro.uba.ar; mangieri@agro.uba.ar INTRODUCCIÓN Las citocininas regulan diversos aspectos del crecimiento de las plantas y el desarrollo, como la senescencia foliar (Lim et al., 2007). La zeatina es la citocinina libre natural más abundante. Los principales sitios de síntesis de citocininas libres en las plantas son los meristemas apicales de la raíz (Taiz y Zeiger, 2002). En girasol y durante la etapa de llenado de frutos, la densidad longitudinal de raíces vivas (DLRV) disminuye antes que comience la senescencia foliar (Lisanti et al., 2013). Este evento posiblemente sea uno de los desencadenantes del proceso de senescencia foliar durante esta etapa. OBJETIVO Realizar un seguimiento de las dinámicas de los niveles de citocininas (trans-zeatina) en hojas durante el llenado de granos, de la funcionalidad radical y de la senescencia foliar, en híbridos con patrones de senescencia foliar contrastante: “Stay- Green” (SG mantiene por más tiempo después de floración, el área foliar verde), y “Fast Dry-Down” (FDD que presenta una tasa de senescencia foliar acelerada). Las dinámicas del IAF y de DLRV durante el llenado de frutos, fueron similares a los encontrados por Lisanti et al. (2013), confirmando que el inicio de la senescencia radical precede al inicio de la senescencia foliar (Fig. 1 y 2). Para ambos híbridos la senescencia foliar, estimada a partir de observaciones directas, se inició a partir del día 31 después de antesis, mientras que la senescencia radical se inició el día 20 después de antesis. 0.5 8 IAF 6 DLRV (cm/cm3) FDD SG 4 2 FDD SG 0.4 0.3 0.2 0.1 0 0 20 40 60 A 0.0 80 0 DDA (Días desde inicio de antesis) 20 40 60 80 DDA (Días desde inicio de antesis) Fig. 1. Valores promedios (n = 12) de la dinámica del Fig. 2. Valores promedios (n = 6) de la densidad longitudinal de área foliar para el híbrido FDD y SG. las barras indican raíces vivas (DLRV) ,de 0-60 cm de profundidad, para el híbrido FDD y SG. Las barras indican +/- 1 SE. Flecha azul indica inicio de +/- 1 SE). Flecha azul indica inicio de senescencia. senescencia. Los valores tanto de radiación, como de calidad de luz (R/RL) no presentaron diferencias significativas (p = 0.05) en tres momentos diferentes a lo largo de la etapa de llenado de fruto en las dos posiciones medidas para ambos híbridos (posición 22 y 24) . Esto demuestra que tanto la radiación como la calidad de luz no participan como factores desencadenantes del proceso de la senescencia foliar para estas posiciones. En R8 las dos posiciones del FDD y la posición 22 del SG ya habían iniciado el proceso de senescencia mientras que la posición 24 del SG todavía no. En el estado R7 no se había iniciado la senescencia en ninguna de las posiciones e híbridos. B Tabla 1. Valores promedios (n=4) para: A) Radiación y B) Relación Rojo/ Rojo lejano, para las posiciones 22 y 24 para los híbridos FDD y SG, en tres estadios ontogénicos diferentes (R6, R7 y R8). Letras distintas, indican diferencias significativas (p=0.05). Referencia: valores fuera del canopeo. A RADIACIÓN R6 R7 (µmol.m-2.s-1) Referencia: 3154 3070 R8 FDD H22 FDD H24 SG H22 SG H24 590 a 890 b 460 a 630 a 500 a 913 b 416 a 648 a 2840 604 a 920 b 438 a 594 a RELACIÓN ROJO/ ROJO LEJANO Referencia R6 R7 R8 1.11 1.12 1.08 FDD H22 0.45 a 0.48 a 0.67 a FDD H24 0.64 a 0.62 a 0.56 a SG H22 0.28 b 0.27 b 0.27 b SG H24 0.65 a 0.67 a 0.67 a Respecto al contenido de clorofila total, la disminución de la misma es significativa (p=0.05) para ambos híbridos y posiciones a partir del inicio de la senescencia de la hoja (Fig. 3 A y B). Se encontraron diferencias significativas (p=0.05), en el tiempo térmico acumulado desde máxima expansión al inicio del proceso de senescencia, en ambos híbridos: posición 22 (494ºC día y 513ºC día FDD y SG respectivamente) (Fig. 3 A) y posición 24 (489ºC día y 511ºC día FDD y SG respectivamente) (Fig. 3 B). H 24 3.0 FDD SG 2.5 2.0 1.5 300 350 400 450 500 550 600 650 700 TT (ºC día) acumulado desde máxima expansión Clorofila Total (mg/g peso fresco) Clorofila Total (mg/ g peso fresco) H 22 A En relación al contenido de ZT (ng/g peso fresco), se encontraron diferencia signifcativas ( p = 0,05) en los valores iniciales entre el SG y el FDD, el SG presentó 4,8 veces más de ZT que el FDD. La caída en contenido de contenido de ZT (ng/g peso fresco) fue significativa (p<0.05) para ambos híbridos y posiciones foliares aquí informadas a partir del inicio de senescencia. Se encontraron diferencias significativas (p< 0.05) para el híbrido FDD a partir de 494 ºC día (posición 22) y 489 ºC día (posición 24) (Fig. 4 A) (Tiempo térmico acumulado desde máxima expansión). En el híbrido SG se encontraron diferencias significativas (p< 0.05) respecto del máximo a partir de los 513 ºC día (posición 22) y 511 ºC día (posición 24) (Fig.4 B). Las reducciones del nivel inicial de ZT fueron en promedio para el SG en las dos posiciones del 6% día-1 del valor inicial (Fig. 4 B), mientras que en el FDD fueron del 10% día-1 (Fig.4 A). Claramente, la diferencia en el comportamiento del SG respecto del FDD en el patrón de la senescencia durante el llenado de frutos, están asociados a las diferencias en los niveles iniciales y a la tasa de caída de la ZT en las hojas. 3.0 B FDD SG 2.5 2.0 1.5 350 400 450 500 550 600 TT (ºC día) acumulado desde máxima expansión Fig. 3. Valores promedios (n = 10) para la dinámica del contenido de clorofila total (mg/g peso fresco) para: A) posición 22 y B) posición 24 , para los híbridos FDD y SG. Las barras indican +/- 1 SE. Flechas indican inicio de senescencia. 200 FDD H 22 FDD H 24 150 100 50 0 300 400 500 600 700 Zeatina (ng/g peso fresco) RESULTADOS Zeatina (ng/g peso fresco) MATERIALES Y MÉTODOS Se llevaron adelante experimentos cuyo foco de análisis fue el contraste entre ambos híbridos para las variables de respuesta elegidas. Los materiales utilizados fueron el híbrido Paraíso 75 (SG), y el híbrido Paraíso 65 (FDD) (ambos suministrados por Nidera Semillas) . Los cultivos fueron conducidos a campo, a una densidad de 7,5 plantas m-2. El diseño fue de bloques completos al azar (DBCA) con cinco repeticiones. Las mediciones comenzaron en inicio de floración (cuando comenzó la apertura de los primeros círculos de primordios florales del capítulo) y finalizaron cuando los frutos alcanzaron la madurez fisiológica (su peso seco máximo). Cada 7 días se sacaron muestras de suelo en los estratos de 0-20, 20-40 y de 40-60 cm de profundidad (hasta los 60 se encuentra más del 70 % del sistema radical en girasol, Sadras et al., 1989, Angadi y Entz, 2002) para determinar la densidad longitudinal de raíces vivas (DLRV) según la metodología descripta por Sturite et al. (2005). Se siguió semanalmente la dinámica del crecimiento y de la senescencia de las hojas ubicadas desde la posición 12 en sentido acrópeto, porque son las que reflejan más fuertemente la senescencia foliar producida durante la etapa de llenado de frutos (Lisanti et al., 2013). El inicio de la senescencia se determinó a través de las disminuciones en el contenido de clorofila en la hoja. Para ello se realizaron mediciones del contenido de clorofila, utilizando un medidor portátil de clorofila (SPAD 502, Minolta) en forma diaria, a partir del momento en que el 50% del capítulo había completado la floración (estadio R5.5 según Schneiter y Miller, 1981). Los valores de Spad fueron transformados a valores de clorofila siguiendo la metodología descripta por Inskeep et al. (1985). Las mediciones se realizaron desde el ápice hasta la base de cada hoja, en 8 posiciones y se trabajó con el promedio del conjunto. Se consideró el inicio de senescencia como el momento en el que los valores de contenido de clorofila se modificaban (comenzaban a decrecer) entre dos mediciones contiguas. Previo a este momento, durante y a posteriori del mismo, se muestrearon hojas para cuantificar los niveles de trans- Zeatina (ZT). También se realizaron mediciones de radiación y de la relación rojo/rojo lejano para las posiciones 22 y 24 en R6, R7 y R8 (Schneiter and Miller, 1981) para verificar si estas variables tienen influencia en disparar el proceso de senescencia foliar. El tiempo térmico acumulado desde máxima expansión fue calculado utilizando como temperatura base 4ºC (Villalobos y Ritchie, 1992). 800 B SG H 22 SG H 24 600 400 200 0 300 400 500 600 700 TT (º C día) acumulado desde máxima expansión TT (ºC día) acumulado de sde máxima expansión Fig. 4. Valores promedios ( n= 3) para el contenido de trans- zeatina (ng/g peso fresco) para el híbrido: A) FDD y B) SG para las posiciones 22 y 24. Las barras indican +/- 1SE. Flecha indica inicio de senescencia. CONCLUSIONES • Los presentes resultados, demuestran que el inicio de la senescencia foliar está asociada a la disminución de la concentración de ZT en hoja. Además, esta observación podría estar relacionada a una menor síntesis a nivel radical asociada a la disminución de DLRV. • Las reducciones en las concentraciones de citocininas (ZT) en hojas van acompañadas con disminuciones en las concentraciones de clorofila. Ello sería un indicio de alteraciones en el proceso de fotosíntesis con la consecuente disminución en la producción de hidratos de carbono soluble. • La diferencia en el comportamiento del SG respecto del FDD en el patrón de la senescencia durante el llenado de frutos, están asociados a las diferencias en los niveles iniciales y a la tasa de caída de la ZT en las hojas. • Las mediciones de intensidad y calidad de luz para ambos híbridos y posiciones no arrojaron diferencias significativas (p>0.05) entre R6, R7 y R8, lo que demuestra que estás señales no participan como factores que inician el proceso de senescencia foliar en las posiciones estudiadas. BIBLIOGRAFÍA •Angadi, S.V., and Entz, M.H. 2002. Agronomy Journal, 94:136-145. •Inskeep, W. P., and Bloom, P.R. 1985. Plant Physiology, 77: 483-485. •Lisanti, S ., Hall A.J., Chimenti C.A. Field Crops Research 154 : 1–11, 2013 • Lim, P.O., Kim, H.J., and Nam, H.G. 2007. The Annual Review of Plant Biology, 58: 115-36. •Sadras, V.O., Hall, A.J., Trapani, N., and Vilella, F. 1989. Field Crops Research 22:45-57. •Schneiter, A.A. and Miller, J. F. 1981. Crop Science 21:901-903. •Sturite L, Henriksen TM, and Breland TA. 2005.. Plant and Soil 271: 75-82. •Taiz, L., and Zeiger. July 15, 2002. E. Plant Physiology 3rd edition. •Villalobos, F. J., and Ritchie, J. T., 1992. Field Crops Research 29 : 37-46.
