Download Análisis microbiológico en combustible turbo kerosinas y en fluidos

FACULTAD DE INGENIERÍA
ESCUELA DE INGENIERÍA QUÍMICA
ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO EN COMBUSTIBLES TURBO
KEROSINAS Y EN FLUIDOS DE CORTE
Cristina Goncalves Araujo
Erika Isabel Sirit López
Tutor: Beatriz Leal de Rivas
Caracas, febrero 2005
i
TABLA DE CONTENIDO
INTRODUCCIÓN………………….…………………………………………………………1
CAPÍTULO I
I.1PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA…………...…………………………….5
I.2 DELIMITACIÓN DEL TEMA……………………………………………………6
I.3 OBJETIVOS……………………………………………………………………...7
I.3.1 Objetivo General……………………………………………..……….7
I.3.2 Objetivos Específicos……………………………………………...…7
I.4 JUSTIFICACIÓN……………………………………………………………...…8
CAPITULO II. MARCO TEÓRICO
II.1. ANTECEDENTES DE CONTAMINACIÓN EN TURBO KEROSINAS Y
FLUIDOS DE CORTE…………………………………………………………….11
II.2. BIODETERIORO……………………………………………………………..12
II.3. FUNDAMENTOS DE MICROBIOLOGÍA…………………………………..13
II.3.1. Definición de Microbiología……………………………………….13
II.3.2. Bacterias……………………………………………………………14
II.3.3. Hongos……………………………………………………………...17
II.3.3.a. Levaduras………………………………………………..18
II.3.3.b. Mohos …………………………………………………...18
II.4 ACTIVIDAD MICROBIANA…………………………………………………..19
II.4.1. Metabolismo de Nutrición…………………………………………19
II.4.2. Metabolitos…………………………………………………………21
II.5.
FACTORES
QUE
AFECTAN
LA
ACTIVIDAD
MICROBIANA……………………………………………………………………...22
ii
II.6. FACTORES OPERACIONALES……………………………………………25
II.6.1. Configuración del sistema…………………………..……………25
II.6.2. Mantenimientos básicos…………………………………..……...26
II.7.
ECOLOGÍA
MICROBIOLÓGICA
DE
SISTEMAS
DE
COMBUSTIBLES………………………………………………………………….27
II.8. BIOMASA Y BIOPELÍCULA ……………………………………….............28
II.8.1. Biopelículas………………………………………………………...29
II.9. MÉTODOS DE TOMA DE MUESTRA Y DETECCIÓN DE
CONTAMINACIÓN
MICROBIANA
EN
TANQUES
Y
EN
SISTEMAS………………………………………...............................................35
II.10.
FACTORES
QUE
AFECTAN
LA
DISTRIBUCIÓN
DE
MICROORGANISMOS
EN
TANQUES
Y
EN
SISTEMAS
DE
COMBUSTIBLES………………………………………………………………….36
II.11.
INVESTIGACIÓN
EN
TANQUES
Y
SISTEMAS
COMBUSTIBLES………………………………………………………..………...41
II.12. INVESTIGACIÓN EN LA CALIDAD DEL COMBUSTIBLE…………….41
II.13. PROCEDIMIENTO DE TOMA DE MUESTRAS……………..………….42
II.13.1. Preparación para el Transporte y Análisis de
Muestras…………………………………………………………………...43
II.13.2. Etiquetado………………………………………………………...45
II.13.3. Botellas y Contenedores de Muestras……………..…............45
II.14. ORGANISMOS PRESENTES EN FLUIDOS HIDROCARBONADOS
DERIVADOS DEL PETRÓLEO...………………………………………………..46
II.15. GÉNERO PSEUDOMONAS…………..………………………….............48
II.15.1. Pseudomonas aeroginosas....................................................48
II.15.1.a. Morfología……………………………………………...49
II.15.1.b. Aspectos microbiológicos…………………………….49
II.15.1.c Propiedades Bioquímicas…………………………….50
II.15.1.d. Propiedades metabólicas……………………...........51
iii
II.16. BACTERIAS SULFATO-REDUCTORAS………………………………...51
II.17. ESTERILIZACIÓN…………………………………………………………..53
II.17.1. Métodos de esterilización………………………………............54
II.17.2. Agentes Físicos…………………………………………………..55
II.17.2.a. Calor……………………………………………...........55
II.17.2.a.1. Calor húmedo……………………………….56
II.17.2.a.2. Calor seco…………………………………...58
II.18. MEDIOS DE CULTIVO……………………………………………………..58
II.18.1. Medios naturales o complejos…………………………............59
II.18.2. Medios definidos o sintéticos…………………………………...60
II.18.3.
Medios
de
cultivos
de
enriquecimiento
y
selectivos…………………………………………………………………..60
II.18.3.a. Medios de enriquecimiento…………………………..60
II.18.3.b. Los medios selectivos………………………………...61
II.19. FLUIDOS DE CORTE………………………………………………………61
II.19.1. Microorganismos asociados con el deterioro de los fluidos de
corte………………………………………………………………………...64
II.20. TURBO KEROSINAS............................................................................67
II.20.1. Contaminación y deterioro de Turbo Combustibles…............68
II.21. CAUSAS DEL DETERIORO………………………………………………70
II.22. EFECTOS DEL DETERIORO MICROBIANO…………………………...71
CAPÍTULO III. MARCO METODOLÓGICO
III.1. CARACTERÍSTICAS METODOLÓGICAS.............................................74
III.2. BÚSQUEDA DE INFORMACIÓN O EXPLORACIÓN............................75
III.3. INVENTARIO DE MATERIALES, REACTIVOS Y EQUIPOS
DISPONIBLES...............................................................................................76
iv
III.4. ESTANDARIZACIÓN DE METODOLOGÍAS.........................................77
III.5.IMPLEMENTACIÓN
DE
LAS
METODOLOGÍAS
ESTANDARIZADAS……………………………………………...……………….78
III.5.1. Preparación y esterilización del material de vidrio..............................78
III.5.2. Equipos y su funcionamiento..............................................................80
III.5.3. Preparación y Esterilización de Medios de Cultivo.............................84
III.5.3.1. Preparación de Medios de Cultivo Líquidos (m-TGE,
Medio Tioglicolato y Caldo TSB).............................................84
III.5.3.2. Preparación de Medios de Cultivo Sólidos
(Sabouraud Dextrosa Agar y Cetrimide Agar)........................86
III.5.3.3. Procedimiento para el Plaqueo y Almacenamiento de
los Medios de Cultivo Sólido...................................................87
III.5.4. Procedimiento para la Toma de Muestra de Turbo Kerosinas y
Fluidos de Corte.................................................................................89
III.5.5.
Procedimiento
para
determinar
la
presencia
de
microorganismos aerobios mesófilos y Hongos utilizando el método
de filtración de membrana..................................................................93
III.5.5.1. Determinación de la presencia de microorganismos
aerobios mesófilos en las muestras de Turbo Kerosinas y
Fluidos de Corte......................................................................93
III.5.5.2. Determinación de Pseudomonas aeroginosa y
Hongos en las muestras de Turbo Kerosinas y Fluidos de
Corte, presentes en los Caldos contaminados (turbios) por
medio de repiques...................................................................98
III.5.5.3. Procedimiento para realizar la Coloración Simple de
Gram.....................................................................................102
III.5.6. Procedimiento para la determinación de la presencia de
bacterias sulfato-reductoras anaerobias en las muestras de Turbo
Kerosinas y Fluidos de Corte............................................................103
III.6.
ELABORACIÓN
DE
LOS
KITS
MICROBIOLÓGICOS
(PROTOTIPO)..............................................................................................108
III.6.1. Kit Microbiológico para determinar la presencia de
microorganismos aerobios mesófilos en las muestras de Fluidos de
Corte y Turbo Combustibles de Aviación.........................................108
v
III.6.1.1. Objetivo..................................................................108
III.6.1.2. Instructivo de Operación para el manejo del Kit
microbiológico.......................................................................108
III.6.1.6. Procedimiento de Prueba y Puesta en marcha del Kit
Microbiológico (prototipo)......................................................111
III.6.2. Kit Microbiológico para la determinación de la presencia de
bacterias sulfato-reductoras en las muestras de Fluidos de Corte y
Turbo Kerosinas...............................................................................111
III.6.2.1. Objetivo..................................................................111
III.6.2.3. Instructivo de Operación para el Manejo del Kit
Microbiológico.......................................................................112
III.6.2.4. Procedimiento de Prueba y Puesta en Marcha del Kit
Microbiológico (prototipo)......................................................114
CAPÍTULO IV. RESULTADOS Y ANÁLISIS DE RESULTADOS
IV.1. RESULTADOS....................................................................................116
IV.1.1 Determinación de la presencia de microorganismos aerobios
mesófilos en las muestras de Turbo Kerosinas y Fluidos de
Corte.................................................................................................116
IV.1.2. Determinación de Pseudomonas aeroginosas y hongos en las
muestras de Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte, presentes en los
caldos contaminados (turbios) por medio de repiques.....................119
IV.1.3 Resultados obtenidos de la tinción de Gram para verificar la
presencia o ausencia de Pseudomonas aeroginosa las muestras de
Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte en placas con Cetrimida agar
contaminadas...................................................................................123
IV.1.4 Determinación de la presencia de bacterias sulfato-reductoras
anaerobias en las muestras de Turbo Kerosinas y Fluidos de
Corte.................................................................................................125
IV.1.5. Resultados obtenidos de la puesta en marcha del Kit
Microbiológico (Prototipo) para la determinación de la presencia de
microorganismos aerobios mesófilos las muestras de Turbo Kerosinas
y Fluidos de Corte.............................................................................130
IV.1.6. Costos Primarios asociados a la determinación de
microorganismos aerobios mesófilos en las muestras de Turbo
Kerosinas y Fluidos de Corte (Año 2005)……………………............133
vi
IV.1.7. Costos Primarios asociados a la determinación de
Pseudomonas aeroginosas y Hongos en las muestras de Turbo
Kerosinas y Fluidos de Corte (Año 2005)……………………............135
IV.1.8. Costos Primarios asociados a la determinación de Bacterias
sulfato-reductoras en las muestras de Turbo Kerosinas y Fluidos de
Corte a nivel de Laboratorio (Año 2005)……………………………...137
IV.1.9. Costos Primarios asociados al Kit Microbiológico (Prototipo)
para la determinación de microorganismos aerobios mesófilos en las
muestras de Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte (Año 2005)……..139
IV.1.10. Costos Primarios asociados al Kit Microbiológico (Prototipo)
para la determinación de Bacterias sulfato-reductoras en las muestras
de Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte (Año 2005)…………………141
IV.2 ANÁLISIS DE RESULTADOS
IV.2.1. Análisis de los Resultados obtenidos en la determinación de la
presencia de microorganismos aerobios mesófilos en las muestras de
Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte.................................................143
IV.2.2. Análisis de los Resultados obtenidos en la determinación de
Pseudomonas aeroginosa y Hongos en las muestras de Turbo
Kerosinas y en Fluidos de Corte, presentes en los caldos
contaminados (turbios) por medio de repiques…….........................146
IV.2.3 Análisis de los Resultados obtenidos de la Tinción de Gram
para verificar la presencia o ausencia de Pseudomonas aeroginosas
en las muestras de Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte en placas con
Cetrimida Agar contaminadas..........................................................149
IV.2.4 Análisis de los Resultados obtenidos en la determinación de la
presencia de bacterias sulfato-reductoras anaerobias en las muestras
de Turbo Kerosinas y en Fluidos de Corte.......................................150
IV.2.5. Análisis de los Resultados obtenidos de la puesta en marcha
del Kit Microbiológico (Prototipo) para la determinación de la
presencia de microorganismos aerobios mesófilos en las muestras de
Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte.................................................153
IV.2.6. Análisis de los Resultados obtenidos de los de costos
asociados a los estudios realizados.................................................154
CAPÍTULO V. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
V.1 Conclusiones.........................................................................................158
vii
V.2. Recomendaciones................................................................................159
BIBLIOGRAFÍA.......................................................................................................162
ANEXOS..................................................................................................................165
Anexo A. Turbo Kerosina Jet A1..................................................................165
Anexo B. Aceite de Corte Vanosoluble AW (Aceite emulsionalble para
mecanizado).................................................................................................166
Anexo C. Medios de Cultivo Sólidos............................................................166
C.1. Sabouraud Dextrosa Agar....................................................................166
C.2. Agar Cetrimide......................................................................................166
Anexo D. Medios de Cultivo Líquidos..........................................................168
D.1. Medio Tioglicolato.................................................................................168
D.2. “Tryptone Soy Broth” (TSB)……………………………………………….169
D.3. “m-Tryptone Glucose Extract Broth” (m-TGE)…………………………..170
Anexo E. Reactivos utilizados......................................................................171
Anexo F. Identificación de algunos microorganismos en los Fluidos
analizados....................................................................................................178
Anexo G. Imagen de tanque de aeronave con contaminación
microbiana....................................................................................................179
GLOSARIO………………………………………………………………………………..180
viii
LISTA DE TABLAS Y FIGURAS
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1. Bacterias comúnmente recuperadas de muestras de combustibles
contaminadas……………………………………….………………………………………17
Tabla 2. Propiedades Básicas de las biopelículas………….………………………….28
Tabla 3. Microorganismos responsables de la degradación de compuestos
derivados del petróleo………………………………………………….………………….46
Tabla 4. Algunos agentes físicos utilizados para la esterilización………….………...54
Tabla 5. Algunos agentes mecánicos utilizados para la esterilización………………54
Tabla 6. Algunos agentes químicos utilizados para la esterilización………………...54
Tabla 7. Microorganismos detectados por volumen y placa; acciones correctoras
aplicadas en sistemas o tanques…………………………………………………………62
Tabla 8. Descripción de los fluidos utilizados en la fase experimental durante la
Toma de Muestra.......................................................................................................91
Tabla 9. Muestras analizadas para determinar la presencia de microorganismos
aerobios mesófilos…………………………………………………………………………95
Tabla 10. Muestras analizadas para determinar la presencia de bacterias sulfatoreductoras anaeróbicas………………………………………………………………….105
Tabla 11. Muestras analizadas para determinar la presencia de microorganismos
aerobios mesófilos (Kit Prototipo)………………………………………………………111
Tabla 12. Observaciones de los resultados obtenidos a través de la determinación
de la presencia de microorganismos aerobios mesófilos en las muestras de Turbo
Kerosinas y Fluidos de Corte……………….............................................................116
Tabla 13. Observaciones de los resultados obtenidos a través de la determinación
de hongos en las muestras de Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte presentes en los
Caldos por medio de repiques en Sabouraud Dextrosa Agar……………………….119
Tabla 14. Observaciones de los resultados obtenidos a través de la determinación
de Pseudomonas aeroginosa en las muestras de Turbo Kerosinas y en Fluidos de
Corte presentes en los Caldos por medio de repiques en Cetrimida
Agar…………...........................................................................................................121
ix
Tabla 15. Observaciones de los resultados de la Tinción de Gram en placas con
Cetrimida Agar contaminadas…………………………………………………………..123
Tabla 16. Observaciones de los resultados obtenidos en la determinación de la
presencia de bacterias sulfato reductoras anaerobias en las muestras de Turbo
kerosinas y Fluidos de corte…………………………………………………………….125
Tabla 17. Observaciones de los resultados obtenidos de la puesta en marcha del kit
microbiológico (prototipo) para la determinación de la presencia de microorganismos
aerobios mesófilos en Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte…………………………130
Tabla 18. Costos por análisis de Reactivos, Materiales y mano de obra en la
determinación de microorganismos aerobios mesófilos en Turbo Kerosinas y Fluidos
de Corte……………………………………………………………………………………133
Tabla 19. Costos por análisis de Reactivos, Materiales y mano de obra en la
determinación de Pseudomonas Aeroginosas y hongos en Turbo Kerosinas y
Fluidos de Corte…………………………………………………………….…………….135
Tabla 20. Costos por análisis de Reactivos, Materiales y mano de obra en la
determinación de Bacterias sulfato-reductoras en Turbo Kerosinas y Fluidos de
Corte……………………………………………………………………………………….137
Tabla 21. Costos por análisis de Reactivos, Materiales y mano de obra del Kit
Microbiológico para la determinación de microorganismos aerobios mesófilos en
Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte……………………………………………………139
Tabla 22. Costos de Reactivos, Materiales y mano de obra, para 5 análisis, del Kit
Microbiológico (Prototipo) para la determinación de bacterias sulfato-reductoras en
Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte……………………………………………………141
Tabla 23. Tabla comparativa que incluye los precios ofrecidos por Laboratorios
BIOSAN y los costos asociados a la metodología desarrollada en el presente trabajo
(en $) para los diferentes estudios realizados………………………………………..155
x
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Diversas formas bacterianas encontradas en combustibles y sistemas de
combustibles……………………………………………...………………………………...14
Figura 2. Diagrama del proceso de formación de una biopelícula…………….……..29
Figura 3. Polímeros extracelulares (polisacáridos) visualizados a través de un
microscopio electrónico……………………………………………………………………31
Figura 4. Dinámica de la formación de biopelículas…………………………………...33
Figura 5. Distribución típica de microorganismos en un tanque de almacenamiento
de combustible contaminado en reposo…………………………………………………37
Figura 6. Tinción de Gram de la Pseudomonas aeroginosa………………………….49
Figura 7. Presencia de Pseudomonas aeroginosa en Cetrimide Agar……..............50
Figura 8. Bacterias Sulfato-reductoras en una tubería………………………………..51
Figura 9. Representación del funcionamiento de un Fluido de Corte en una
maquinaria…………………………………………………………………………………..63
Figura 10. Cephalosporium acremonium (hongos encontrados en Fluidos de
Corte)………………………………………………………………………………………..65
Figura 11. Fusarium (hongo encontrado en Fluidos de Corte)……………………….66
Figura 12. Representación esquemática del procedimiento realizado para
determinar la presencia de microorganismos aerobios mesófilos en las muestras de
Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte..........................................................................97
Figura 13. Representación esquemática del procedimiento realizado para
determinar la presencia de Pseudomonas aeroginosa y hongos en las muestras de
Turbo
Kerosinas
y
Fluidos
de
Corte,
presente
en
los
caldos
contaminados...........................................................................................................101
Figura 14. Representación esquemática del procedimiento realizado para
determinar la presencia de bacterias sulfato-reductoras anaeróbicas en las muestras
de Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte...................................................................107
Figura 15. Representación esquemática del instructivo de operación del Kit
microbiológico (prototipo) para la determinación de la presencia de microorganismos
aerobios mesófilos……………………………..…………………………………………110
Figura 16. Representación esquemática del instructivo de operación del Kit
microbiológico (prototipo) para la determinación de la presencia de bacterias sulfato-
xi
reductoras anaeróbicas en las muestras de Turbo Kerosinas y Fluidos de
Corte…………………………………………………………………………...................113
Figura 17. (a) Observación inicial de los teteros con los tres medios de cultivo (mTGE, Tioglicolato y TSB) luego de la filtración del Combustible Jet A1 (muestra 2,
repetición 1) y antes de someterlos al período de incubación. (b) Observación de los
teteros con los tres medios de cultivo (m-TGE, Tioglicolato y TSB) luego de la
filtración del Combustible Jet A1 (muestra 2, repetición 1) y después de 7 días de
incubación a 35 ± 2° C…………..……………………………………………………….117
Figura 18. (a) Observación inicial de los teteros con los tres medios de cultivo (mTGE, Tioglicolato y TSB) luego de la filtración del Combustible Jet A1 (muestra 4,
repetición 1) y antes de someterlos al período de incubación. (b) Observación de los
teteros con los tres medios de cultivo (m-TGE, Tioglicolato y TSB) luego de la
filtración del Combustible Jet A1 (muestra 4, repetición 1) y después de 2 días de
incubación a 35 ± 2° C…………………………………………………………………...117
Figura 19. (a) Observación inicial de los teteros con los tres medios de cultivo (mTGE, Tioglicolato y TSB) luego de la filtración del Fluido de Corte y antes de
someterlos al período de incubación. (b) Observación de los teteros con los tres
medios de cultivo (m-TGE, Tioglicolato y TSB) luego de la filtración del Fluido de
Corte y después de 2 días de incubación a
35 ± 2° C…………………...118
Figura 20. Observaciones de las cápsulas de Petri con Sabouraud Dextrosa Agar
luego del repique del Combustible Jet A1 (muestra 2) en Medio Tioglicolato (a),
Medio TSB (b) y Medio m-TGE (c), una vez transcurrido los 5 días de incubación a
25 ± 2° C……………………….……………...............................................................120
Figura 21. Observaciones de las cápsulas de Petri con Sabouraud Dextrosa Agar
luego del repique del Combustible Jet A1 (muestra 4) en Medio Tioglicolato (a),
Medio TSB (b) y Medio m-TGE (c), una vez transcurrido los 5 días de incubación a
25 ± 2° C…………………………….………...............................................................120
Figura 22. Observaciones de las cápsulas de Petri con Sabouraud Dextrosa Agar
luego del repique del Fluido de Corte (muestra Corte) en Medio Tioglicolato (a),
Medio TSB (b) y Medio m-TGE (c), una vez transcurrido los 5 días de incubación a
25 ± 2° C…………………………………………………………………………………..120
Figura 23. Observaciones de las cápsulas de Petri con Cetrimida Agar luego del
repique del Combustible Jet A1 (muestra 2) en Medio Tioglicolato (a), Medio TSB (b)
y Medio m-TGE (c), una vez transcurrido los 4 días de incubación a 35 ± 2°
C……………………………………………………………………………………………122
Figura 24. Observaciones de las cápsulas de Petri con Cetrimida Agar luego del
repique del Combustible Jet A1 (muestra 4) en Medio Tioglicolato (a), Medio TSB (b)
y Medio m-TGE (c), una vez transcurrido los 4 días de incubación a 35 ± 2°
C……………………………………………………………………………………………122
xii
Figura 25. Observaciones de las cápsulas de Petri con Cetrimida Agar luego del
repique del Fluido de Corte (muestra Corte) en Medio Tioglicolato (a), Medio TSB (b)
y Medio m-TGE (c), una vez transcurrido los 4 días de incubación a 35 ± 2°
C……………………………………………………………………………………………122
Figura 26. Tinción de Gram de la muestra 4 (Jet A1) en Medio m-TGE 1 (repetición
1)……………………………………………………………………………………………124
Figura 27. Tinción de Gram de la muestra Corte (Fluido de Corte) en Medio
Tioglicolato 1 (repetición 1)……………...……………………………………..............124
Figura 28. (a) Observación inicial de los tubos de ensayo al vacío con Combustible
Jet A1 (muestra 2) en Medio Starkey por duplicado antes de someterlos al período
de incubación; (b) Observación de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet
A1 (muestra 2) en Medio Starkey por duplicado después de 21 días de incubación a
temperatura ambiente……………………………………………………………………126
Figura 29. (a) Observación inicial de los tubos de ensayo al vacío con Combustible
Jet A1 (muestra 4) en Medio Starkey por duplicado antes de someterlos al período
de incubación; (b) Observación de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet
A1 (muestra 4) en Medio Starkey por duplicado después de 21 días de incubación a
temperatura ambiente……………………………………………………………………126
Figura 30. (a) Observación inicial de los tubos de ensayo al vacío con Combustible
Jet A1 (muestra 7) en Medio Starkey por duplicado antes de someterlos al período
de incubación; (b) Observación de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet
A1 (muestra 7) en Medio Starkey por duplicado después de 21 días de incubación a
temperatura ambiente……………………………………………………………………127
Figura 31. (a) Observación inicial de los tubos de ensayo al vacío con Combustible
Jet A1 (muestra 8) en Medio Starkey por duplicado antes de someterlos al período
de incubación; (b) Observación de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet
A1 (muestra 8) en Medio Starkey por duplicado después de 21 días de incubación a
temperatura ambiente……………………………………………………………………127
Figura 32. (a) Observación inicial de los tubos de ensayo al vacío con Combustible
Jet A1 (muestra 9) en Medio Starkey por duplicado antes de someterlos al período
de incubación; (b) Observación de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet
A1 (muestra 9) en Medio Starkey por duplicado después de 21 días de incubación a
temperatura ambiente……………………………………………………………………128
Figura 33. (a) Observación inicial de los tubos de ensayo al vacío con Combustible
Jet A1 (muestra 10) en Medio Starkey por duplicado antes de someterlos al período
de incubación; (b) Observación de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet
A1 (muestra 10) en Medio Starkey por duplicado después de 21 días de incubación
a temperatura ambiente……………………………………………………….………...128
Figura 34. (a) Observación inicial de los tubos de ensayo al vacío con Combustible
Jet A1 (muestra Corte) en Medio Starkey por duplicado antes de someterlos al
xiii
período de incubación; (b) Observación de los tubos de ensayo al vacío con
Combustible Jet A1 (muestra Corte) en Medio Starkey por duplicado después de 21
días de incubación a temperatura ambiente…………………………………………..129
Figura 35. (a) Observación inicial del tubo de ensayo al vacío con Medio Starkey
(Blanco) antes de someterlos al período de incubación; (b) Observación del tubo de
ensayo al vacío con Medio Starkey (Blanco) después de 21 días de incubación a
temperatura ambiente……………………………………………………………………129
Figura 36. (a) Observación inicial de los frascos con los tres medios de cultivo (mTGE, TSB y Tioglicolato) luego de la filtración del Combustible Jet A1 (muestra 2,
repetición 1) y antes de someterlos al período de incubación, haciendo uso del Kit
microbiológico (prototipo). (b) Observación de los frascos con los tres medios de
cultivo (m-TGE, Tioglicolato y TSB) luego de la filtración del Combustible Jet A1
(muestra 2, repetición 1) y después de 7 días de incubación a 35 ± 2° C, haciendo
uso del Kit microbiológico (prototipo)…………………………………………………..131
Figura 37. (a) Observación inicial de los frascos con los tres medios de cultivo (mTGE, TSB y Tioglicolato) luego de la filtración del Combustible Jet A1 (muestra 4,
repetición 1) y antes de someterlos al período de incubación, haciendo uso del Kit
microbiológico (prototipo). (b) Observación de los frascos con los tres medios de
cultivo (m-TGE, Tioglicolato y TSB) luego de la filtración del Combustible Jet A1
(muestra 4, repetición 1) y después de 2 días de incubación a 35 ± 2° C, haciendo
uso del Kit microbiológico (prototipo)…………………………………………………..131
Figura 38. (a) Observación inicial de los frascos con los tres medios de cultivo (TSB,
m-TGE y Tioglicolato) luego de la filtración del Fluido de Corte (muestra Corte,
repetición 2) y antes de someterlos al período de incubación, haciendo uso del Kit
microbiológico (prototipo). (b) Observación de los frascos con los tres medios de
cultivo (m-TGE, Tioglicolato y TSB) luego de la filtración del Fluido de Corte
(muestra Corte, repetición 2) y después de 2 días de incubación a 35 ± 2° C,
haciendo uso del Kit microbiológico (prototipo)……………………………………….131
Figura 39. Observación de los blancos con los tres medios de cultivo (m-TGE, TSB
y Tioglicolato) después de 7 días de incubación a 35 ± 2° C, haciendo uso del
Kitgmicrobiológicog(prototipo)…………………………………………………………..131
xiv
RESUMEN
“ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO EN COMBUSTIBLES TURBO KEROSINAS
Y EN FLUIDOS DE CORTE”
Autores: Cristina Goncalves Araujo
Erika Isabel Sirit López
Tutor: Lic. Beatriz Leal de Rivas
Caracas, Febrero 2005
El presente Trabajo de Grado se realizó con la finalidad de desarrollar un
protocolo para analizar microbiologicamente Turbo Kerosinas y Fluidos de
Corte con la posibilidad de implementar un laboratorio con características
comerciales en la Universidad Metropolitana. Para ello se recolectaron
muestras de JetFuel proporcionadas por los Aeropuertos de La Carlota y
Maiquetía y muestras de Fluidos de Corte, específicamente AW-Venosoluble,
suministrados por Industrias Venoco en Guacara. Para el análisis de las
muestras se desarrollaron metodologías que permitieron llevar a cabo la
determinación de la presencia (en general) de bacterias y hongos aerobios
mesófilos, Pseudomonas aeroginosas y bacterias anaerobias sulfatoreductoras. Las metodologías desarrolladas resultaron adecuadas para la
realización de análisis microbiológico, ya que, fueron ideadas en base a una
matriz de selección, la cual contempla: la complejidad del análisis, el acceso
y la disponibilidad de los reactivos, materiales y equipos.
DERECHO DE AUTOR
Quienes suscriben, en condición de autores del trabajo titulado “Análisis
Microbiológico en Combustibles Turbo Kerosinas y en Fluidos de Corte”,
declaramos que: “Cedemos a título gratuito, y en forma pura y simple,
ilimitada e irrevocable a la Universidad Metropolitana, los derechos de autor
de contenido patrimonial que nos corresponden sobre el presente trabajo.
Conforme a lo anterior, esta cesión patrimonial sólo comprenderá el derecho
para la Universidad de comunicar públicamente la obra, divulgarla, publicarla
o reproducirla en la oportunidad que ella así lo estime conveniente, así como
autores de la obra antes señalada. La Universidad en todo momento deberá
indicar que la autoría o creación del trabajo corresponde a nuestra persona,
salvo los créditos que se deban hacer al tutor o a cualquier tercero que haya
colaborado o fuere hecho posible la realización de la presente obra.
__________________________
Autor: Cristina Goncalves Araujo
C.I. V-15761948
_________________________
Autor: Erika Isabel Sirit López
C.I. V-14897049
En la ciudad de Caracas, a los 15 día del mes de febrero del año 2005.
APROBACIÓN
Considero que el Trabajo Final titulado
“ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO EN COMBUSTIBLES TURBO
KEROSINAS Y EN FLUIDOS DE CORTE”
elaborado por las ciudadanas
ERIKA ISABEL SIRIT LÓPEZ
CRISTINA GONCALVES ARAUJO
para optar al título de
INGENIERO QUÍMICO
reúne los requisitos exigidos por la Escuela de Ingeniería Química de la
Universidad Metropolitana, tiene méritos suficientes como para ser sometido
a la presentación y evaluación exhaustiva por parte del jurado examinador
que se designe.
En la ciudad de Caracas, a los 15 día del mes de febrero del año 2005.
_________________________
Tutor: Lic. Betriz Leal de Rivas
ACTA DE VEREDICTO
Nosotros, los abajo firmantes, constituidos como jurado examinador y
reunidos en Caracas, el día 28 de febrero de 2005, con el propósito de
evaluar el Trabajo Final titulado
“ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO EN COMBUSTIBLES TURBO
KEROSINAS Y EN FLUIDOS DE CORTE”
presentado por las ciudadanas
ERIKA ISABEL SIRIT LÓPEZ
CRISTINA GONCALVES ARAUJO
Para optar al título de
INGENIERO QUÍMICO
Emitimos el siguiente veredicto:
Reprobado __
Aprobado __
Notable __
Sobresaliente __
Sobresaliente mención publicación __
Observaciones:_________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________
Prof. Beatriz Leal
_____________
_____________
Prof. Alicia Dienes
Prof. Nancy de Pérez
DEDICATORIA
A mi mamá (Graciette), a mi papá (Antonio)
y a mis hermanos (Antonio y Karina) por
ser más que un centenar de profesores y
mis grandes fuentes de inspiración.
CRISTINA GONCALVES
A mis padres por ser luz que iluminan cada
día mi camino, mis hermanos por ser mi
apoyo y mis ganas de levantarme cuando
sin querer caigo. A MIS DOS HERMOSAS
SOBRINAS…
Los quiero mucho…
ERIKA SIRIT
AGRADECIMIENTOS
Quiero agradecer en primer lugar a Dios y a la Virgen María por estar siempre
conmigo (especialmente los más difíciles), quienes me han guiado hasta este
momento tan especial en mi vida.
A mis padres Graciette Araujo de Goncalves y Antonio Goncalves Simoes, y a mis
hermanos Antonio y Karina, por ser mis mejores amigos, mis aliados, mis ejemplos
de vida, de lucha, de responsabilidad y sobretodo de perseverancia, gracias por el
apoyo que me han brindado durante toda mi vida y por supuesto durante el
transcurso de esta tesis. Discúlpenme los dolores de cabeza que les hice pasar por
mis preocupaciones, gracias por estar siempre allí. Los quiero muchísimo
A mi amiga Getty Barrios que desde que entré a la Universidad siempre ha estado
conmigo, gracias por regalarme momentos simpáticos y agradables. Tú me has
ayudado sin pedir nada a cambio.
A mi compañera de tesis Erika Sirit, que con sus conocimientos brindó aportes útiles
y valiosos para el desarrollo de esta investigación. Gracias por el apoyo, la
paciencia y la tolerancia durante esta aventura que juntas hicimos realidad. Espero
que esto tan sólo sea el comienzo de una bonita y sincera amistad.
A la profesora y tutora Beatriz Leal quien con sus conocimientos y experiencias nos
guió y acompañó durante el proceso investigativo. Agradezco que me hubiese dado
la oportunidad de realizar esta investigación.
A Magaly de Villegas que desde que te conocí me has enseñado muchísimo, y
aunque no lo creas eso vale mucho para mi. Gracias por ayudarme y apoyarme
desinteresadamente para que logremos culminar este trabajo de grado.
A la Profesora Beatriz Soledad y la Licenciada Carmen Molina por sus valiosas
colaboraciones, apoyo y paciencia para que llevemos a buen termino este proyecto.
Mil Gracias.
A la Lic. Rosa Vidal por su valiosa colaboración y enseñanza. Muchas gracias.
Al Histólogo Víctor Salazar en el Centro de Biofísica y Bioquímica del IVIC por su
ayuda desinteresada en el logro de este proyecto.
A todos mis profesores quienes me orientaron, porque cada uno, con sus valiosas
aportaciones, me ayudaron a crecer como persona.
Finalmente, agradezco a mis compañeros de grupo, que han contribuido en gran
medida en mis estudios a lo largo de mi carrera, especialmente a aquellos que me
brindaron momentos muy agradables.
CRISTINA GONCALVES ARAUJO
AGRADECIMIENTOS
A Dios, por ser mi fuente de inspiración y mi guía, mi fuente de protección y refugio.
A mi Mamá, por enseñarme el bien y cuidar siempre de mí en las buenas y malas.
Por enseñarme a aborrecer lo malo, por enseñarme valores. Por llevarme de la
mano a emprender y superar etapas de mi vida. Gracias por tus, siempre oportunas,
palabras de aliento en mis momentos más tristes y tus silencios que me calman tan
dulcemente. Por tu mirada sabia y tu expresión serena, por tu paciencia,
sencillamente…Gracias!
A mi Papá, gracias por ser un padre bondadoso, tan lleno de sabiduría, mi modelo a
seguir. Por enseñarme a luchar y a conseguir lo que quiero de la vida de una
manera justa y honrada. Por enseñarme a mirar alto, a aspirar siempre a lo mejor, y
a no renunciar a mis sueños. Gracias por instruirme en la vida, ser el mejor de mis
profesores; por hacer mi vida mucho más alegre y más dulce.
A mis hermanos, Ulises, Daniel, Lorena Y Gilberto, gracias por apoyarme en los
momentos cuando más los necesitaba. Gracias por hacerme sentir que puedo
contar con ustedes y ustedes conmigo.
A Douglas Sirit, yo sé que desde allá arriba en el cielo y junto a Dios estás
compartiendo este gran momento conmigo. Como te dije un día: “Quiero seguir tu
ejemplo”. Mírame ahora…Ingeniero
A Cristina, gracias por tu paciencia y por brindarme tu amistad. Gracias por
compartir este sueño conmigo y por alcanzar esta meta juntas. Espero que nuestra
amistad se fortalezca mucho más de aquí en adelante.
A Magaly, gracias por tu valiosa ayuda en el laboratorio, gracias por ayudarnos en
nuestras incontables carreras para conseguir lo que necesitábamos. Sin ti, hubiese
sido demasiado difícil. Eres un claro ejemplo de gente eficiente, competente,
amable y trabajadora. Gracias!
A la Profesora Beatriz Soledad, nuestro ángel, infinitamente agradecida por su
invaluable
ayuda.
Gracias
por
permitirnos
realizar
experimentaciones
en
Laboratorios International Health y brindarnos sus sabios consejos a lo largo de
nuestra investigación.
A la Lic. Carmen Molina, gracias por instruirnos en este nuevo mundo de la
microbiología. Gracias por su paciencia, su dedicación y ayuda desinteresada.
A la Prof. Beatriz Leal, por ser la pionera de este trabajo. Gracias por el tiempo que
invirtió en nuestra tesis, creo que al final va a valer la pena. Gracias por sus
consejos y opiniones, por darnos siempre mucho ánimo y mostrarse siempre
optimista ante cualquier tropiezo.
A la Lic. Rosa Vidal, en la Clínica Santa Sofía, por su valiosa colaboración en este
proyecto y por instruirnos en esta área tan nueva para nosotras.
Al Histólogo Víctor Salazar por su amable y valiosa colaboración en pro del
desarrollo de nuestra Tesis.
A mis chinas, Elizabeth e Iliana, definitivamente, sin ustedes jamás hubiese sido lo
mismo. Gracias por compartir risas y lágrimas conmigo, por compartir un mismo
sueño, por enseñarme que la amistad sí vale la pena, las quiero mucho
A Valentina, Hanen, Huei por brindarme su amistad y su apoyo en los momentos
más críticos.
A ti, porque me permitiste conocerme más y saber que era más fuerte de lo que
creía y gracias porque contigo me di cuenta lo que verdaderamente quiero de la
vida.
A todos los que de una forma u otra contribuyeron a hacer de este gran proyecto
una hermosa realidad. Le doy Gracias a Dios porque los tuve y los tengo en mi vida,
que Dios los bendiga a todos. Gracias! Los quiero mucho!!
ERIKA SIRIT LÓPEZ
Introducción
1
INTRODUCCIÓN
“No se conoce una Ciencia
si no se conoce su historia”
Anónimo
Una gran variedad de
bacterias y hongos pueden proliferar en los fluidos
hidrocarbonados derivados del petróleo, si predominan las condiciones adecuadas
de temperatura, agua, y ciertos nutrientes esenciales. Con técnicas apropiadas, se
podrían detectar de forma temprana la presencia de contaminación microbiana, y
evitar los problemas operacionales derivados.
El presente trabajo contempla el análisis microbiológico en Turbo Kerosinas y
Fluidos de Corte, con el objeto de realizar un protocolo de análisis que permita
efectuar dicho estudio, además de elaborar kits microbiológicos prototipos para
determinar la presencia de microorganismos aerobios mesófilos, así como también
de bacterias sulfato-reductoras anaeróbicas. Las metodologías elaboradas se
sometieron a prueba, cuyos resultados son expuestos a lo largo del mismo.
Introducción
2
Este trabajo pretende ser el punto de partida de estudios posteriores relacionados
con la elaboración de análisis microbiológicos en Turbo Kerosinas y Fluidos de
Corte, para una futura búsqueda de biocidas que permitan remediar y controlar la
presencia de microorganismos que puedan afectar seriamente los fluidos y los
sistemas donde están contenidos, ya que en Venezuela son muy pocas las
investigaciones y los laboratorios que realizan análisis microbiológicos en fluidos
de corte y ninguno en turbo combustibles de aviación.
La estructura del trabajo está comprendida en cinco capítulos cuyo contenido se
resume a continuación:
En el CAPÍTULO I, se especifica el tema de la investigación, el planteamiento del
problema, la delimitación del tema, los objetivos de la investigación y la
justificación, lo cual permite inferir sobre el problema planteado y su alcance.
En el CAPÍTULO II, se presenta el soporte teórico, donde se exponen puntos
importantes relacionados con el
biodeterioro, una breve explicación sobre la
microbiología, los microorganismos que afectan tanto a los fluidos de corte como
a los turbo combustibles de aviación y los efectos que ocasionan los mismos.
En el CAPÍTULO III, el marco metodológico, se presenta la parte experimental
describiéndose los pasos empleados para resolver el problema planteado y cuya
organización estuvo orientada a los ensayos realizados a nivel de laboratorio de la
Introducción
3
metodología elaborada. De la misma forma se expone la implementación y la
puesta en marcha de los kits microbiológicos.
En el CAPÍTULO IV, se analizan y discuten los resultados obtenidos en el mismo
orden en que se realizaron las pruebas. Asimismo se presentan los costos
primarios asociados con los análisis realizados.
Por último en el CAPÍTULO V, se enumeran las conclusiones que surgieron del
desarrollo del trabajo y las recomendaciones para trabajos futuros que puedan
apoyarse en esta investigación.
CAPÍTULO I
“ANÁLISIS MICROBIOLÓGICO EN COMBUSTIBLES
TURBO KEROSINAS Y EN FLUIDOS DE CORTE”
“El sabio no dice todo lo que piensa, pero
siempre piensa todo lo que dice”.
Anónimo
Capítulo I
5
I.1 PANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
Las bacterias y/u hongos son microorganismos que crecen y pueden crear un
ambiente propicio para la corrosión en los depósitos donde se encuentran
contenidos, ya que, los subproductos metabólicos de los microbios son ácidos
orgánicos y ácido sulfhídrico, los cuales ejercen un efecto negativo en piezas
metálicas. Los microbios requieren para su desarrollo la presencia de agua que les
permita llevar a cabo el intercambio metabólico con el ambiente que lo rodea.
En la actualidad, la presencia de estos microorganismos ha sido motivo de
preocupación tanto en el área aeronáutica como en el área automotriz e industrial.
El crecimiento fungicida y bacteriológico en depósitos donde están contenidos el
combustible y el aceite pueden comprometer la seguridad de las aeronaves,
maquinarias y motores de combustión interna, ya que se produce un limo que
puede bloquear los filtros del combustible y causar la corrosión del metal de las
paredes del tanque. El atasco de los filtros del combustible es quizás el síntoma
más común y fácil de reconocer como indicador de la presencia de contaminación
microbiana en los depósitos de combustible.
Con frecuencia la presencia de las bacterias y/u hongos no se detectan hasta que
es demasiado tarde. En Venezuela son muy pocos los laboratorios o empresas
que realizan análisis microbiológicos en Fluidos de Corte y ninguno en Turbo
Combustibles de aviación. Por tal motivo, en este proyecto se desarrollarán
procedimientos para los análisis microbiológicos de los Fluidos de Corte,
combustibles Turbo Kerosinas que podrían estar contaminados. Los resultados
Capítulo I
6
que se obtengan de estos estudios permitirán estandarizar la metodología del
análisis microbiológico para una posterior comercialización de los servicios que se
puedan generar.
I.2 DELIMITACIÓN DEL TEMA
En el transcurso de este proyecto se contemplará realizar el análisis
microbiológico de algunos combustibles y lubricantes (Turbo kerosinas, Fluidos de
Corte) a través del desarrollo de nuevas metodologías orientadas a la detección
de la presencia o no de microorganismos aerobios mesófilos y de bacterias
sulfato-reductoras anaerobias, adaptándolas a las condiciones de trabajo que se
podrían realizar y aplicar en las instalaciones de la Universidad Metropolitana.
Asimismo, una vez llevada a cabo el desarrollo de la metodología del análisis
microbiológico se efectuará un estudio de costos básico para determinar la
factibilidad de cada servicio de análisis, para una posterior comercialización hacia
los sectores aéreos, marítimos, terrestres e industriales.
Capítulo I
7
I.3 OBJETIVOS
I.3.1 Objetivo General:
Desarrollar un protocolo para realizar análisis microbiológico en Turbo Kerosinas y
en Fluidos de Corte.
I.3.2 Objetivos Específicos:
ƒ
Desarrollar
los
métodos
y
técnicas
necesarias
para
el
análisis
microbiológico de bacterias y/u hongos en Fluidos de Corte y Turbo
Combustibles.
ƒ
Determinar la presencia de bacterias y/u hongos en combustibles Turbo
Kerosinas (JET A1) y Fluidos de Corte (Venosolubles Aw) que podrían estar
contaminados.
ƒ
Determinar la presencia de Pseudomonas aeroginosas, bacterias y hongos
mesófilos aerobios y la presencia de bacterias anaerobias sulfato-reductoras
en Turbo Kerosinas (JET-A1) y Fluidos de Corte (Venosoluble Aw).
ƒ
Aplicar las técnicas para el análisis microbiológico de combustibles Turbo
kerosinas y Fluidos de Corte en la Universidad Metropolitana.
ƒ
Estandarizar metodologías, para realizar análisis microbiológico de los
combustibles Turbo kerosinas
y los Fluidos de Corte que podrían estar
contaminados.
ƒ
Elaborar Kits microbiológicos (Prototipo) que permitan determinar la
presencia de microorganismos aerobios mesófilos y bacterias sulfato
reductoras en Turbo kerosinas y en Fluidos de Corte
Capítulo I
ƒ
8
Analizar las posibles causas que provocaron la contaminación microbiana
de los combustibles y fluidos de corte analizados.
ƒ
Evaluar los costos primarios asociados a los análisis realizados en el
laboratorio para la aplicación de las técnicas microbiológicas que se
desarrollarán en la Universidad Metropolitana.
I.4 JUSTIFICACIÓN
Las bacterias y hongos en un sistema de manejo de combustibles están
relacionados con el grado de contaminación presente en un aceite o combustible.
El funcionamiento seguro de los equipos, aeronaves y vehículos exige un
combustible esencialmente limpio, seco y sin contaminantes.
Hoy en día existe una preocupación motivada a la contaminación microbiana de
muchos combustibles y aceites lubricantes, causantes del deterioro químico y
físico de fluidos, piezas aeronáuticas, automotrices e industriales. Muchas
empresas se ven en la necesidad de evaluar la calidad de sus fluidos, siendo un
parámetro de calidad la ausencia de bacterias y/u hongos; por ello se pretende
desarrollar técnicas de análisis que permitan detectar la presencia de bacterias y
hongos a nivel de trazas, sentando las bases para su posterior caracterización. De
esta forma satisfacer las necesidades percibidas en las empresas que laboran con
diferentes tipos de aceites y combustibles. (23)
Actualmente en el mercado existen kits que permiten realizar análisis que detectan
la contaminación, cuando ya ha ocurrido corrosión interna de los diferentes
Capítulo I
9
componentes de las maquinarias. Cabe destacar que en algunas industrias o
empresas, el alto costo de dichos kits ha significado un obstáculo para determinar
la contaminación microbiana de sus fluidos. (12)
CAPÍTULO II
MARCO TEÓRICO
" La teoría es cuando uno ya sabe todo, y nada funciona.
La práctica es cuando las cosas funcionan,
y nadie sabe porqué. "
Albert Einstein
Capítulo II. Marco Teórico 11
MARCO TEÓRICO
II.1. ANTECEDENTES DE CONTAMINACIÓN EN TURBO KEROSINAS Y
FLUIDOS DE CORTE
La incontrolable contaminación microbiana en el combustible, sistemas de
combustibles y fluidos de corte pueden causar problemas de biodeterioro que
se traducen en grandes
pérdidas
económicas. Los
problemas
de
contaminación microbiológica son, algunas veces, difíciles de diagnosticar y
requieren de la experticia de un microbiólogo especializado en biodeterioro.
Sin embargo, una persona capacitada puede reconocer a menudo la
contaminación microbiológica y tomar la mejor acción para controlarla. Por lo
tanto, si todo el personal implicado en la manipulación del combustible, del
sistema del combustible y fluidos de corte tiene una comprensión general de
la microbiología del combustible, estarán mejor preparados para reducir los
costos causados por el biodeterioro. (4)
Se
han
conocido
problemas
relacionados
con
la
contaminación
microbiológica tanto de los fluidos de corte como de Turbo kerosinas. (23)
De hecho, Industrias Venoco ha mostrado una gran preocupación debido a
que sus clientes, a quienes ellos surten de sus fluidos de cortes, se quejan
porque éstos, al cabo de cierto tiempo, presentan malos olores, además de
ello algunos de sus trabajadores muestran erupciones en la piel debido al
contacto directo con fluido contaminado.
Capítulo II. Marco Teórico 12
El profesor Harold Rossmoore, fundador de laboratorios Biosan en Estados
Unidos, dedicó prácticamente toda su vida en estudiar la contaminación
microbiológica que presentaban los fluidos de corte. (12)
El crecimiento de microorganismos en productos derivados del petróleo ha
sido reportado desde 1895. Problemas en gasolinas de aviación se
reportaron a comienzos de 1950 y en Turbo Kerosinas a finales de 1950. El
ataque microbiano se evidenció a causa de la corrosión de un ala de la
aeronave Lockheed Electra en Australia en 1961. ♣
En Venezuela se han reportado casos de Turbo Kerosinas contaminadas
microbiológicamente; tal es el caso reciente (en el año 2004) de un accidente
aéreo en el cual un SKY TRUCK precipitó a tierra, alegándose como posible
hipótesis
de
la
causa
del
accidente,
la
corrosión
inducida
por
microorganismos en el tanque de combustible. ♥
II.2. BIODETERIORO
El biodeterioro se refiere a todo proceso por el cual los microorganismos
afectan los materiales de forma desfavorable, ya sea de forma directa o
indirecta. El biodeterioro de forma directa o biodeterioro en primer orden,
♣
♥
Fuente: HILL, Edwadr y Graham C. Hill. 2000. ECHA Microbiology Ltd, UK.
Fuente: S/A. (2004, 11 de Diciembre). Autoridades esperan concluir hoy rescate de
víctimas de accidente aéreo. EL UNIVERSAL, pp. 4-10
Capítulo II. Marco Teórico 13
ocurre cuando los microorganismos consumen el material directamente,
usándolo como fuente alimenticia. El biodeterioro de forma indirecta incluye
detrimento, deterioro y efectos incidentes de la actividad de los organismos.
(4)
Los microorganismos formadores de biopelículas sobre superficies metálicas
excretan productos de desecho, o metabolitos. Los metabolitos poliméricos
forman la matriz de la biopelícula. Debido a que las superficies no son
uniformes, se diferenciarán condiciones fisicoquímicas en la interfase fluidometal cuyas áreas estén libres de biopelículas, de aquellas en la interfase
fluido-metal de las áreas cubiertas por la biopelícula.
Estas diferencias
hacen que surjan varios gradientes, de los cuales el más comúnmente
medido es el gradiente electropotencial o Celda Galvánica (medida
potenciométrica en mV). Muchos metabolitos son ácidos orgánicos débiles.
Las sales inorgánicas, como sales de cloruro de sodio, pueden reaccionar
con estos ácidos débiles, formando ácidos inorgánicos fuertes (por ejemplo,
ácido clorhídrico). (4)
II.3. FUNDAMENTOS DE MICROBIOLOGÍA
II.3.1. Definición de Microbiología
La microbiología es la parte de la ciencia dedicada al estudio de organismos
que son muy pequeños para ser vistos a simple vista. (4)
Capítulo II. Marco Teórico 14
II.3.2. Bacterias
Las Bacterias son los organismos unicelulares que, a diferencia de las
células de los animales, contienen paredes celulares. Su tamaño varía entre
0.2 y 3 micras de diámetro. Hay tres formas básicas de las bacterias: las
bacterias espirales, algunas de las cuales se llaman espiroquetas, incluyen el
Treponema pallidium, el organismo causante de la sífilis (ver Figura 1).
También se pueden encontrar bacterias redondeadas, denominadas cocos.
Los organismos médicamente significativos tales como Staphylococcus y
Streptococcus se incluyen en este grupo. El tercer tipo es el que tiene forma
de barra y se llaman bacilos. En este último grupo están incluidas las
Pseudomonas, un organismo importante en la degradación de combustibles
y fluidos de corte.
Figura 1. Diversas formas bacterianas encontradas en combustibles y sistemas de
combustibles. Fuente:S/A. S/F. “Temas atuais relacionados á Biología”. (2005). Disponible
en: http://www.estradadosol.fot.br/vestibular/temas/anthrax1.htm
Capítulo II. Marco Teórico 15
Las bacterias son microorganismos procariotas de organización muy sencilla.
Históricamente, los microbiólogos han caracterizado a las bacterias
basándose en su forma y características fisiológicas. Los principales rasgos
fisiológicos usados para categorizar las bacterias son:
ƒ Química de la pared celular-reacción de coloración
ƒ Habilidad para transformarse en endosporas
ƒ Fuente de energía para su metabolismo (luz solar, moléculas
orgánicas, oxígeno, u otros iones inorgánicos)
ƒ Requerimientos de tolerancia de oxígeno
ƒ Requerimientos de moléculas específicas para su alimentación
(dióxido de carbono o moléculas orgánicas)
ƒ Habilidad para producir productos finales específicos (metabolitos)
La prueba de coloración más comúnmente utilizada es la Coloración de
Gram, desarrollada por Christian Gram en 1884. La coloración divide
claramente a las bacterias en dos categorías:
ƒ
Gram positivas (G+)
ƒ
Gram negativas (G-)
Cuando se observa bajo la luz del microscopio, las bacterias G+ aparecen
coloreadas de azul o violeta. Las bacterias G- aparecen rosadas.
Los microbios encuentran sus requerimientos energéticos por tres vías:
Capítulo II. Marco Teórico 16
ƒ
Fotosintético. Los organismos fotosintéticos convierten directamente la
luz en energía. Todos los demás organismos obtienen su energía de
moléculas orgánicas e inorgánicas.
ƒ
Oxidativo. El metabolismo oxidativo usa moléculas inorgánicas como
oxígeno, sulfato o nitrato.
ƒ
Fermentativo. El metabolismo fermentativo usa moléculas orgánicas.
Los microbios que dependen del oxígeno para su metabolismo oxidativo son
conocidos como Aerobios. Los aerobios no pueden crecer en ausencia de
oxígeno. Los Anaerobios Obligados no pueden tolerar el oxígeno. Algunos
anaerobios obligados dependen de sulfatos o nitratos para su metabolismo
oxidativo. Anaerobios fermentativos usan moléculas orgánicas. Algunos tipos
de bacterias pueden operar como aerobios cuando existe oxígeno disponible,
y pueden cambiar su metabolismo energético a fermentativo una vez que se
alcance una atmósfera libre de oxígeno. Estos microbios son llamados
Anaerobios facultativos.
La biodegradación incluye todos los procesos por los cuales los organismos
rompen las moléculas o, de una forma u otra, las transforman. Aunque
algunas moléculas que son productos de biodegradación pueden ser
nutrientes, no siempre ocurre así. Ciertamente, algunas, pueden ser más
tóxicas que la molécula original de la cual fue derivada. Las moléculas
nutritivas incluyen aquellas que suministran energía.
Capítulo II. Marco Teórico 17
Es difícil determinar una correcta designación taxonómica de una bacteria.
Aunque más de un millón de especies diferentes de bacterias han sido
identificadas, los microbiólogos estiman que sólo se han descubierto 1/10000
especies de bacterias sobre la Tierra. Afortunadamente, para el personal
responsable del control de la contaminación microbiológica en sistemas de
combustibles, la información no-taxonómica es más fácil de obtener y es,
generalmente, más útil para las decisiones sobre el control de la
contaminación. La Tabla 1 enumera las bacterias más comúnmente
recuperadas de los sistemas de combustibles. (4)
Tabla 1. Bacterias comúnmente recuperadas de muestras de combustibles contaminadas
Taxa
Acinetobacter spp.
Aerobacter spp.
Aeromonas spp.
Alcaligenes spp.
Bacillus spp.
Taxa
Desulfovibrio desulfuricans
Flavobacter spp.
Micrococcus spp.
Pseudomonas spp.
Fuente: S/A. S/F. “Jet Fuel Biodeterioration. Kerosene prevention against microorganisms”.
S/L. (2005)
II.3.3. Hongos
Los hongos comprenden el segundo mayor grupo de microbios comúnmente
recuperados del sistema de combustible. Los hongos incluyen diversos tipos
de organismos que van desde levaduras unicelulares hasta largos hongos.
Los mohos forman filamentos-largos, hilos enredados de células. El
crecimiento de filamentos ocurre cuando la célula se divide. En líquidos, las
Capítulo II. Marco Teórico 18
colonias de mohos, generalmente aparecen en formas esféricas y
gelatinosas. En la interfase combustible-agua los hongos pueden formar una
densa película que puede ser, estructuralmente, bastante fuerte.
Más de un millón de diferentes especies de hongos han sido descritas,
aunque sólo algunas son recuperadas de combustibles y sistemas de
combustibles habitualmente. (4)
II.3.3.a Levaduras
Las levaduras, como las bacterias, son organismos unicelulares que son
algo más grandes que las bacterias y que tienen menos variación en su
forma; son redondeadas u ovaladas. Las levaduras pueden también formar
colonias en medios de cultivo sólidos. Estas colonias son muchas veces
indistinguibles y requieren a menudo un análisis adicional para confirmar su
identidad. (12)
II.3.3.b Mohos
A diferencia de las bacterias y de las levaduras, los mohos pueden estar
compuestos por más de una célula. Los mohos son organismos que pueden
ser observados a simple vista sin la ayuda de cualquier instrumento que
magnifique. Sin embargo, los mohos pueden también, formar colonias en
medios de cultivos sólidos y éstos son fácilmente distinguibles de las
bacterias y de las levaduras por su aspecto borroso y filamentoso. (12)
Capítulo II. Marco Teórico 19
II.4. ACTIVIDAD MICROBIANA
II.4.1. Metabolismo de Nutrición
Carbono. Todos los microorganismos necesitan una fuente de carbón, para
alimentarse y una fuente de energía para llevar a cabo su metabolismo. Al
igual que los demás organismos, los microbios excretan productos de
desecho. Los productos de desechos carbonados van desde dióxido de
carbono hasta polímeros de alto peso molecular constituidos por cadenas de
aminoácidos (péptidos) y azúcar. Llevando a cabo una serie de pruebas que
verifiquen los diferentes cambios químicos que se dan en los sistemas de
combustibles, es posible reconocer el proceso de biodeterioro.
Los microbios reducen los combustibles de menor peso molecular,
hidrocarburos alifáticos, selectivamente, enriqueciendo al combustible con
más cadenas complejas. El biodeterioro se verá reflejado en cambios en la
distribución de los puntos de ebullición. (4)
Nitrógeno y Azufre. Además del Carbono, todos los organismos requieren
Nitrógeno, Fósforo y Azufre. Los microbios atacan compuestos nitrogenados
(aminas, amidas, cicloamidinas, amidinas y nitrilos) que pudieran encontrarse
en el combustible. Parte del Nitrógeno se incorpora
a la biomasa como aminoácidos. El balance se excreta como Amoníaco
(generalmente, como el ion amonio –NH4+). Las bacterias nitrificadas oxidan
los iones amonio a nitritos (-NO2-) y nitratos (NO-3).
Capítulo II. Marco Teórico 20
Similarmente,
los
compuestos
azufrados
son
metabolizados
para
suministrarle el azufre necesario para el crecimiento de los microorganismos.
Algunos microbios almacenan gránulos de azufre elemental (S0) como
reserva de energía. Otros, oxidan compuestos azufrados, produciendo iones
sulfatos (SO4=). Las bacterias que oxidan el azufre se desarrollan en
ambientes bastante ventilados y fuertemente acidificados (pH<2; acidez
comparable al ácido sulfúrico 2.0N). Las bacterias sulfato-reductoras utilizan
SO4= como un aceptor de electrones terminal, produciendo sulfuro de
hidrógeno (H2S) en el proceso.
Las bacterias sulfato-reductoras (BSR) y otros géneros de anaerobios
obligados producen la enzima hidrogenasa. La hidrogenasa juega un papel
importante en la Corrosión Inducida por Microorganismos (CIM). Cuando se
desarrolla una celda galvánica sobre la superficie de un metal, se forma una
región anódica y una región catódica. En la celda, los electrones (e-) fluyen
del ánodo al cátodo, dándole al cátodo una carga negativa. Los protones (H+)
son atraídos hacia la superficie catódica. Cuando la concentración de H+ y ese igualen, cesará el flujo de electrones y la superficie estará pasiva o
equilibrada. La enzima hidrogenasa remueve los iones H+, acelerando el flujo
de electrones. Esto se traduce en una aceleración del proceso de corrosión.
Carbono, Hidrógeno, Oxígeno, Nitrógeno, Azufre y Fósforo son todos
macronutrientes. Un déficit significante en la concentración absoluta o
Capítulo II. Marco Teórico 21
relativa de cualquiera de estos elementos podría restringir el crecimiento y
proliferación de los microbios. Igualmente, los microbios necesitan otros
elementos en menores cantidades, conocidas como micronutrientes. Algunos
de los micronutrientes más comunes son: sodio, potasio, calcio, hierro,
manganeso y magnesio. (4)
II.4.2. Metabolitos
Algunos microbios también excretan surfactantes, los cuales facilitan la
biodegradación del combustible. Los biosurfactantes permiten, a los
microbios degradadores de hidrocarburos, ponerse en contacto con
moléculas no polares, esto constituye el primer paso en el metabolismo de
hidrocarburos. Algunas consecuencias de la producción de biosurfactantes
incluyen la emulsión del agua de depósito del combustible (formación de
emulsión invertida). Las gotas de emulsión invertida traen consigo moléculas
de contaminantes polares a la fase del combustible. Estas moléculas polares
pueden polimerizarse, reduciendo la estabilidad del combustible y acelerando
la sedimentación. (4)
Capítulo II. Marco Teórico 22
II.5. FACTORES QUE AFECTAN LA ACTIVIDAD MICROBIANA
Los principales factores que afectan el crecimiento microbiano son:
ƒ
Aire (disponibilidad de Oxígeno)
ƒ
Agua
ƒ
Temperatura
ƒ
pH
ƒ
Disponibilidad de nutrientes
Aire. Los aerobios requieren oxígeno para poder ser activos (generalmente
>5 mg/L). Los anaerobios sólo pueden ser activos en atmósferas libres de
oxígeno (generalmente < 2 mg/L). (4)
Agua. Los microbios no requieren la total ausencia de agua. Debido a que la
habilidad del combustible para retener agua disminuye con la temperatura,
las condiciones de ausencia de agua, generalmente, se alcanzan a medida
que el combustible se enfría. El agua que no se mantiene suspendida en el
combustible, precipita y se acumula como agua de depósito. Una gota de
agua de 1.0mm de diámetro (~0.5mm3) puede acomodar varios millones de
bacterias. (4)
Temperatura. Cada tipo de microbio tiene una temperatura característica en
la cual se da su crecimiento óptimo. Según esto, existen tres patrones
generales:
Capítulo II. Marco Teórico 23
ƒ
Sicrófilos obligados: cuyo crecimiento óptimo es a temperaturas
menores de 20° C.
ƒ
Mesófilos: requieren temperaturas moderadas (20-40° C)
ƒ
Termófilos
obligados:
son
aquellos
microbios
que
requieren
temperaturas >45° C. (4)
pH. El agua precipitada presente en el combustible, mejor conocida como
agua de depósito, generalmente, tiene un pH de 6.8-8.5. Sin embargo,
algunos procesos biológicos y químicos pueden afectar considerablemente el
pH del agua. Es importante destacar que el pH es una propiedad de
sustancias acuosas, por lo tanto, los combustibles podrían tener mediciones
de acidez o basicidad. Aunque estas propiedades están relacionadas al pH,
no tienen el mismo significado. Estas propiedades de combustibles son
análogas a la alcalinidad y la acidez, las cuales se describen a continuación.
El pH, definido como el logaritmo negativo de la concentración de iones
hidrógeno en una solución acuosa (-log [H+]), es la medición de las
propiedades ácido-base de un líquido. Los fluidos con pH > 7.0 son
considerados alcalinos. Aquéllos con pH < 7.0 son ácidos y las soluciones
neutras tienen un pH~7.0. La capacidad buffer de un fluido es su resistencia
al cambio de pH. Esta resistencia, generalmente reportada en mg CaCO3/l,
se conoce como alcalinidad o acidez dependiendo de la dirección del cambio
que está ofreciendo resistencia.
Capítulo II. Marco Teórico 24
Los microbios alcalinofílicos crecen solo en atmósferas cuyo pH sea mayor
que 8. Los microbios acidófilos requieren atmósferas de pH menores que 4.
La mayoría de los microbios prefieren atmósferas cuyos pH estén en el rango
de 6-8.5.
Cuando el pH del agua de depósito de los combustibles sea mayor que 8 y
su alcalinidad sea mayor que 1.000 mg CaCO3/L, es muy probable que los
constituyentes alcalinos del combustible hayan pasado a la fase acuosa. Un
pH<6 con una acidez >150 mg CaCO3/l indica biodeterioro del combustible.
Cuando una bacteria es cultivada en el laboratorio, por lo general, produce
ácidos que interfieren en su crecimiento; para neutralizar estos ácidos y
mantener el pH adecuado, se adicionan soluciones amortiguadoras en el
medio de cultivo. (4)
Disponibilidad de nutrientes. En sistemas de combustibles, los microbios que
no son capaces de usar los componentes hidrocarburos del petróleo todavía
son capaces de sobrevivir. Primero, los constituyentes no-hidrocarburos del
combustible pueden ser lo suficientemente nutritivos para los organismos
degradadores de este tipo de componentes. Segundo, los metabolitos
producidos por los degradadores de hidrocarburos pueden sostener una gran
variedad de microbios degradadores de componentes no-hidrocarburos. De
hecho, sin una cadena alimenticia dinámica, en la que los desechos de los
Capítulo II. Marco Teórico 25
microbios sean el alimento de otros, la acumulación de metabolitos podría
convertirse en agentes tóxicos para los organismos.
La biopelícula formada por bacterias que producen biosurfactantes aumenta
la disponibilidad de moléculas no-polares en el combustible para su propio
consumo y para el consumo de los organismos vecinos que no producen
biosurfactantes. (4)
II.6. FACTORES OPERACIONALES
Muchos factores operacionales importantes afectan la contaminación
microbiana en sistemas de combustibles. Estos incluyen la configuración del
sistema y buenas prácticas de operación.
II.6.1. Configuración del sistema. La dinámica del flujo de líquidos en la
mayoría de los tanques se puede describir en tres zonas. Generalmente, hay
una zona en el fondo del tanque que es prácticamente inmóvil. Es en esta
zona donde se acumulan agua, lodos y sedimentos y hay muy poca
circulación, exceptuando los momentos en que se drenan los tanques. Bajo
condiciones normales de operación, la interfase combustible-agua reposa en
esta zona. De igual forma, es aquí donde se dan las condiciones más
óptimas para el crecimiento y desarrollo de los microbios. La biopelícula
crece acumulándose sobre las paredes del tanque que está en contacto con
Capítulo II. Marco Teórico 26
esta zona, y aunque esta biopelícula constituye sólo el 5% del volumen total
del tanque, es la primera zona de biodeterioro.
En contraste, más del 90% del fluido constituye la zona altamente cambiante
o la zona de gran flujo o circulación. Aunque los microbios pueden ser
introducidos durante el tránsito a través de tuberías y tanques, es muy poco
probable que ellos empiecen a degradar el combustible sin antes asentarse o
depositarse en el fondo del tanque.
La tercera zona está muy poco caracterizada. Es la zona de transición entre
la región donde el flujo es prácticamente cero y la región de mayor flujo en el
combustible. En su límite inferior, la zona de transición es prácticamente
indistinguible de la zona inmóvil del fondo. Los metabolitos producidos en la
zona inmóvil del fondo del tanque se difunden a la zona de transición. En
esta zona también se pueden encontrar micelas, producto de la emulsión
invertida y estalagmitas de biopelícula. Si se agita el tanque, mezclando el
fluido, se va acercando más a la zona cambiante o de mayor flujo en el
combustible. Los microbios y metabolitos pueden ser transportados a la zona
de mayor flujo y, consecuentemente, llevarlos a otros componentes de
sistemas de combustibles. (4)
II.6.2. Mantenimientos básicos. Aunque puede no ser posible prevenir
totalmente la actividad microbiana, es importante reducir el volumen total y el
Capítulo II. Marco Teórico 27
área superficial que conduce a la actividad microbiana. En la mayoría de los
casos, mientras más seco se encuentre un sistema, menor será el riesgo de
problemas de biodeterioro. Un sistema capaz de remover todo excepto 10-20
ppm de agua (0.2-0.4 m3 agua en un tanque de 20000 m3 de capacidad) va a
tener menos problemas de contaminación microbiana que un sistema que
deje ≥ 1% de agua en él (200 m3 en un tanque de 20000 m3 de capacidad).
(4)
II.7. ECOLOGÍA MICROBIOLÓGICA DE SISTEMAS DE COMBUSTIBLES
Comunidades y Consorcios
En sistemas de combustibles, las comunidades forman biopelículas. Estas
biopelículas se desarrollan en las interfases del sistema, las cuales incluyen
las
interfases
de:
combustible-aire,
combustible-tanque,
tanque-aire,
combustible-agua y agua-tanque. Por ejemplo, las bacterias sulfatoreductoras requieren una atmósfera libre de oxígeno (anóxica) de manera
que puedan desarrollarse y reducir el sulfato a sulfito. Las bacterias
aeróbicas y facultativas consumen el oxígeno que pudo permear la región
superficial de la biopelícula. Consecuentemente, ellas crean un ambiente
adecuado para el desarrollo de las bacterias sulfato-reductoras en la base o
en el fondo de la biopelícula. Además, las bacterias sulfato-reductoras
prefieren los ácidos dicarboxílicos C1 a C3 como su fuente de alimentación
primaria, los mismos ácidos orgánicos débiles que fueron mencionados
anteriormente a propósito de la corrosión inducida por microorganismos. Los
Capítulo II. Marco Teórico 28
microorganismos capaces de atacar combustibles de alto peso molecular y
moléculas de aditivos de combustibles, excretan metabolitos que las
bacterias sulfato-reductoras y otros microorganismos pueden digerir. Los
microorganismos que usan estos metabolitos como alimento los previenen de
convertirse tóxicos
metabolitos.
La
para
suma
los
de
microorganismos que generaron
las
actividades
de
los
estos
consorcios
de
microorganismos es dramáticamente mayor que la de sus miembros
individuales. (4)
II.8. BIOMASA Y BIOPELÍCULA
Los microorganismos en la biopelícula se comportan de modo diferente que
las bacterias en un medio de cultivo. La Tabla 2 enumera las diferentes
propiedades que caracterizan a las biopelículas.
Tabla 2. Propiedades Básicas de las biopelículas
ƒ
ƒ
ƒ
ƒ
ƒ
PROPIEDADES BÁSICAS DE LAS BIOPELÍCULAS
Comunidad de varios tipos de microorganismos que cooperan entre sí
Los microorganismos están dispuestos en microcolonias
Las microcolonias están rodeadas por una matriz que las protegen
Entre las microcolonias hay diferentes ambientes
Los microorganismos en la biopelícula son resistentes a los
antibióticos y a los antimicrobianos
Fuente: LEVIT, Bernando. (2001). “Bio-films, una nueva manera de ver la placa” (2005).
Disponible en: http://www.alientoassist.com/biofilm.htm
Capítulo II. Marco Teórico 29
Vistos a través del microscopio, las bacterias en la biopelícula no están
distribuidas caprichosamente, están agrupadas en microcolonias rodeadas
por una matriz intermicrobiana. La matriz es penetrada por fluidos y canales
que conducen una corriente de nutrientes, productos de desechos, enzimas,
productos de secreción del metabolismo y oxígeno. Estas colonias tienen un
micro
ambiente
con
diferentes
pH,
disposición
de
nutrientes,
y
concentraciones de oxígeno (Ver Figura 2). (10)
Figura 2. Diagrama del proceso de formación de una biopelícula.
Fuente: LEVIT, Bernando. (2001). “Bio-films, una nueva manera de ver la placa” (2005).
Disponible en: http://www.alientoassist.com/biofilm.htm
II.8.1.Biopelículas
Las
biopelículas
son
comunidades
microscópicas
que
consisten,
principalmente, en una comunidad de células microbianas, algas, hongos,
bacterias y de un biopolímero extracelular que estas células producen.
Forman capas finas en todas las superficies incluyendo sistemas
Capítulo II. Marco Teórico 30
combustibles. En las biopelículas pueden adherirse ciertas bacterias a la
superficie y diferenciarse en una estructura compleja multicelular. Las
bacterias se adhieren a la superficie por apéndices proteicos caracterizados
por una estructura que se engancha en la superficie donde va a permanecer.
Una vez que una cierta cantidad de estos "brazos" pegan la célula a la
superficie es muy difícil desplazar a este organismo. Una vez fijado,
empiezan a producir material polimérico, consistente básicamente de
polisacáridos y agua. La cantidad producida puede exceder la masa de las
células bacterianas por un factor de 100 veces o más. La estructura de la
biopelícula provee una protección muy favorable para la supervivencia del
organismo.
Los microorganismos comúnmente se adhieren a superficies tanto vivas
como inertes y forman biopelículas hechas de polímeros extracelulares que
facilitan la adhesión y proveen una matriz estructural. En este estado, los
microorganismos son altamente resistentes al tratamiento antimicrobiano y
están tenazmente aferrados a la superficie.
Capítulo II. Marco Teórico 31
Figura 3. Polímeros extracelulares (polisacáridos) visualizados a través de un microscopio
electrónico. Fuente: LEVIT, Bernando. (2001). “Bio-films, una nueva manera de ver la placa”
(2005). Disponible en: http://www.alientoassist.com/biofilm.htm
Las biopelículas se desarrollan cuando los microorganismos se adhieren
irreversiblemente a una superficie sumergida y producen polímeros
extracelulares que facilitan la adhesión. Estos polímeros son ante todo,
polisacáridos, que pueden ser visualizados con un microscopio electrónico
(ver Figura 3). De hecho, la mayor parte de las biopelículas, están
compuestos de esta sustancia extracelular polimérica, más que de células, y
esto ha sido confirmado por el microscopio. Esta superficie puede ser inerte,
material sin vida o tejido vivo. (10)
El taponamiento prematuro de filtros es el síntoma más comúnmente
observado de acumulación de biomasa. Para comprender mejor como los
microbios obstruyen los filtros, resulta bastante útil entender los procesos
básicos del desarrollo de la biopelícula. (4)
Capítulo II. Marco Teórico 32
Colonización Inicial. Cuando un sistema combustible es puesto en servicio,
éste podría estar ya contaminado con microbios latentes adsorbidos a través
de partículas de polvo y otros residuos. Los tanques son, generalmente,
probados con agua antes de ser puestos en servicio. El agua usada para
estas pruebas contiene, generalmente, 102 a 106 microorganismos/ml. Como
consecuencia, los microorganismos se asientan en el sistema de combustible
antes que el sistema sea puesto en servicio. Una vez en servicio, los tanques
respiran a medida que se añade o se remueve combustible. Durante los
ciclos de succión, las partículas de polvo y agua entran al tanque a través de
orificios
o
escapes.
También,
el
combustible
puede
tomar
los
microorganismos de cada etapa de los canales de distribución desde la
refinería hasta el consumidor último.
Capítulo II. Marco Teórico 33
Figura 4. Dinámica de la formación de biopelículas: a) Inoculación y asentamiento inicial-las
bacterias se asientan sobre la superficie y comienzan a producir limo o sedimentos; b)
Formación de microcolonias a partir de la reproducción del asentamiento inicial. Se
empiezan a desarrollar gradientes electroquímicos entre las zonas expuestas y las zonas
sumergidas; c) Biopelícula madura. Las microcolonias se han desarrollado a través de la
biopelícula. Los canales facilitan el transporte de nutrientes y desechos. Las condiciones
fisicoquímicas en la biopelícula madura son sustancialmente distintas de aquellas
condiciones del resto del fluido.
Fuente: PASSMAN, F. Fuel and Fuel System Microbiology-Fundametals, Diagnosis and
Contamination Control. USA.
Una vez los microbios estén en el sistema combustible, ellos tienden a
asentarse y a difundirse (Ver Figura 4). Muchas especies de bacterias
producen biopolímeros mucilaginosos, viscosos, conocidos como sustancias
poliméricas extracelulares (SPE). Cuando una bacteria hace contacto con la
superficie, la SPE permite al microorganismo adherirse a ella. Bajo
condiciones apropiadas, los microbios pioneros (aquellos en adherirse
primero) empiezan a multiplicarse. El tiempo de generación para las
Capítulo II. Marco Teórico 34
bacterias encontradas en sistemas de combustibles es, generalmente, 0.5-6
horas. Como consecuencia, en unas cuantas horas después de la adhesión,
los pioneros forman pequeñas colonias. (4)
Maduración de la biopelícula. Una biopelícula madura comparte muchas
características similares con los organismos multicelulares, alimentándose de
los nutrientes disponibles y excretando sus desechos en el fluido donde
están inmersos. Debido a la viscosidad y a la polaridad natural del material
de la biopelícula, las partículas inorgánicas quedan inmersas en la sustancia
polimérica extracelular (SPE). Por lo tanto, se tendrán microorganismos y sus
metabolitos enredados en una matriz viscosa y acuosa, que también estarán
combinados con moléculas orgánicas, organometálicas e inorgánicas. (4)
Equilibrio Dinámico. Las biopelículas maduras son dinámicas. Al igual que la
piel, cuyas células externan mueren y se desprenden, pequeños pedazos de
biopelículas se desprenden y son transportadas a través de un medio en
suspensión. Aunque las dimensiones aparentes de las comunidades de las
biopelículas
pueden
parecer
estables,
ellas
están
renovándose
constantemente.
La apariencia general de la biopelícula refleja las condiciones bajo las cuales
se desarrolló. En sistemas de elevado flujo (por ejemplo, en tuberías) las
biopelículas tienden a ser uniformes y compactas. Las biopelículas suaves se
Capítulo II. Marco Teórico 35
tienden a formar en ambientes en reposo (por ejemplo, las paredes de
tanques de almacenamiento). Virtualmente toda (> 99%) la biomasa en un
sistema de combustibles se encuentra en biopelículas. (4)
II.9. MÉTODOS DE TOMA DE MUESTRA Y DETECCIÓN
CONTAMINACIÓN MICROBIANA EN TANQUES Y EN SISTEMAS
DE
Probablemente
en
más
que
cualquier
otro
tipo
de
contaminación
combustibles, la contaminación microbiana tiende a tener una alta dispersión
heterogénea la cual será, posiblemente, un continuo estado de cambio. Se
pueden dar cambios en el número total de microorganismos presentes, en su
viabilidad, en el número relativo a los tipos de microorganismos
predominantes (género y especie) y en la cantidad de biomasa microbiana
presente. Estos cambios pueden ser ocasionados por la actividad microbiana
por sí misma o puede ser una consecuencia de las actividades o condiciones
en las que opera el tanque o el sistema; es por esto, que, aparentemente, el
tiempo en el que se realiza la toma de muestras y los puntos adecuados
donde debe ser tomada la misma, requieren especial consideración y una
cuidadosa planificación. (4)
Capítulo II. Marco Teórico 36
II.10.
FACTORES
QUE
MICROORGANISMOS
EN
COMBUSTIBLES
AFECTAN
TANQUES
LA
DISTRIBUCIÓN
Y
EN
SISTEMAS
DE
DE
Los microorganismos proliferarán activamente solo si existe la presencia de
una fase acuosa. En un tanque/sistema de poco flujo o en reposo, la fase
acuosa se localizará, generalmente, en el punto más bajo o en el fondo de
éste. Los cambios de temperatura pueden desencadenar la condensación de
agua del combustible y del aire en el tanque; dicha agua condensada puede
acumularse en forma de gotas en las paredes del tanque.
La fase acuosa no debe, necesariamente, ser de gran volumen para que
exista crecimiento microbiano. Probablemente, el área superficial de la
interfase combustible-agua, sea lo más importante en la determinación de la
extensión de la proliferación microbiana. El nivel de nutrientes hidrocarburos
será, particularmente, alto en la vecindad inmediata de esta interfase. La
concentración de oxígeno también será relativamente alta, ya que, el
combustible por sí mismo contiene una cierta cantidad de oxígeno disuelto.
Como consecuencia de esto, se promoverá el crecimiento microbiológico
aeróbico extendiéndose sobre la interfase hongos filamentosos. Estos
filamentos pueden producir esporas hidrofóbicas, que permanecerán
suspendidas en la fase combustible. Las bacterias y hongos (levaduras y
mohos) pueden producir surfactantes que ocasionan la formación de una
capa emulsionada y la pérdida de una distinción clara entre las fases
acuosas y combustibles.
Capítulo II. Marco Teórico 37
La materia polimérica producida por microorganismos también mostrará
afinidad tanto por la fase acuosa como la fase combustible. Un gran número
de microorganismos se desarrollan formando biopelículas (viscosas) sobre
las superficies internas del tanque, especialmente aquellas superficies que se
encuentran en contacto directo con el agua depositada en el fondo de éste.
Las bacterias sulfato-reductoras (anaeróbicas), un importante grupo de
microorganismos relacionadas al proceso de corrosión y a la generación de
azufre, tienden a encontrarse en lo más profundo de las biopelículas, donde
los niveles de oxígenos son escasos, el potencial óxido-reducción es bajo y
donde se mantienen por la producción de ácidos orgánicos a cargo de los
degradadores aeróbicos primarios del combustible. La Figura 5 muestra una
distribución típica de microorganismo en un tanque de almacenamiento en
reposo.
Capítulo II. Marco Teórico 38
Figura 5. Distribución típica de microorganismos en un tanque de almacenamiento de
combustible contaminado en reposo. La fase combustible, generalmente, solo contendrá
microorganismos aeróbicos, los cuales lentamente se asentarán en la interfase combustibleagua. Los niveles de nutrientes hidrocarburos y de oxígeno será relativamente alto en la
interfase, por lo que, se promueve el crecimiento de microorganismos aeróbicos en el agua
que se encuentra inmediatamente bajo el combustible. En el fondo del tanque, el oxígeno es
escaso, el potencial óxido-reducción se vuelve negativo y es cuando se promueve el
crecimiento anaeróbico de bacterias sulfato-reductoras con la consecuente generación de
azufre (S-).
Fuente: PASSMAN, F. Fuel and Fuel System Microbiology-Fundametals, Diagnosis and
Contamination Control. USA
Aparentemente, aunque el crecimiento microbiano está restringido a las
áreas en la vecindad inmediata del agua, puede haber penetración de
microbios hacia la fase combustible. En un sistema en reposo, esta
penetración generalmente será de no más de unos pocos centímetros. Sin
embargo, si hay perturbaciones físicas del tanque o sistema, particularmente
si las interfases se rompen, ocurrirá una gran dispersión de microbios hacia
el combustible. Por ejemplo, las operaciones de llenado de tanques y
movimiento de productos ocasionarán una turbulencia significativa y una
Capítulo II. Marco Teórico 39
dispersión de microorganismos en el combustible, esto traerá problemas de
ensuciamiento y taponamiento de filtros a los usuarios.
Debido a que la densidad de los microorganismos es, considerablemente,
mayor que la del combustible, después de un tiempo, los microbios
suspendidos en la fase combustible se asentarán en el fondo del tanque. De
acuerdo a la Ley de Stoke, la velocidad a la cual se asientan es una función
de la viscosidad del combustible y de la densidad y diámetro de las partículas
microbianas. Esto determina que una célula microbiana típica de, por
ejemplo, 2μm de diámetro, se asentará en, aproximadamente, 0,2cm/h en un
gas oil típico; y es por ello que puede tomar varias semanas, incluso meses,
para que se asienten del todo.
La fase combustible presenta un ambiente hostil para la mayoría de los
microorganismos. Sólo las esporas (microbios en estados viables pero
inactivos) tienen la capacidad de desarrollar una viabilidad a largo plazo en la
fase combustible. La mayoría de las bacterias presentes en los combustibles
no producen esporas y, por tanto, mueren rápidamente, a menudo en días o
en horas, a menos que estén contenidas en gotas de agua. Las levaduras
tienden a sobrevivir un poco más, mientras que los mohos, los cuales tienden
a producir esporas proliferándose en la interfase agua-combustible, pueden
sobrevivir indefinidamente. Es importante destacar que la contaminación de
combustibles causada por microorganismos muertos puede, todavía, causar
Capítulo II. Marco Teórico 40
problemas operacionales tal como la obstrucción de filtros. La poca
capacidad de sobrevivencia de algunos microorganismos en la fase
combustible tiene algunas implicaciones en la validez de los resultados de las
pruebas realizadas cuando hay un gran retardo entre la toma de muestras
del combustible y el hecho de llevar a cabo los análisis para los
microorganismos viables (por ejemplo, conteo de unidades formadoras de
colonias). Los análisis para microorganismos viables que son llevados a cabo
unos cuantos días después de la toma de muestras del combustible podrían
subestimar significativamente la contaminación de éste.
Es importante tener en cuenta el riesgo para la salud debido a los
contaminantes microbiológicos en los combustibles, aunque la presencia de
organismos patógenos es muy poco probable. Debido a que, generalmente,
no se requiere, entrar al tanque para tomar las muestras, no hay una
exposición directa de la persona que toma la muestra a grandes cantidades
de contaminantes microbianos. Como consecuencia de esto, en la mayoría
de los casos no habrá un riesgo microbiológico significativo para la salud de
aquellos que toman las muestras. La toma de muestras de combustibles
como parte de una investigación microbiológica no representa, generalmente,
ningún peligro para la salud, al igual que la toma de muestras para cualquier
otro propósito. Un riesgo significativo para la salud se presentará cuando el
personal necesite entrar a un tanque que contenga una gran cantidad de
residuos de crecimiento microbiológico. Por ejemplo, la inspección del tanque
Capítulo II. Marco Teórico 41
de combustible de un avión, donde las superficies internas estén cubiertas de
mohos que exhiban un crecimiento de esporas. En este caso se deberían
tomar las precauciones pertinentes. (4)
II.11. INVESTIGACIÓN EN TANQUES Y SISTEMAS COMBUSTIBLES
Cuando la tarea es determinar la presencia de contaminación en un
tanque/sistema, un análisis microbiológico de una muestra de la fase acuosa
resulta lo más apropiado. Una muestra de la fase acuosa será una muestra
en “el peor de los estados”. Los microbios en esta agua tienen el potencial de
contaminar el combustible pasando del tanque hacia el sistema deseado por
el usuario, con las implicaciones adversas pertinentes a la calidad del
combustible y a la diseminación de la contaminación en la posterior cadena
de distribución del combustible. (4)
II.12. INVESTIGACIÓN DE LA CALIDAD DEL COMBUSTIBLE
Es necesario incorporar como parte del programa de las refinerías y de los
centros de distribución de combustible, una rutina de revisión o chequeo de
la calidad microbiológica de éste. Pero, es frecuente el caso en que la esta
calidad sólo se chequea cuando la rutina de monitoreo de la fase acuosa del
combustible indica que podría estar presente una contaminación significativa.
Los chequeos también se hacen cuando un usuario final tiene una buena
razón para sospechar que un combustible tiene una calidad dudosa. Las
muestras de combustibles seleccionadas deben ser representativas del
Capítulo II. Marco Teórico 42
tanque o sistema completo de combustible. Debido a la alta distribución
heterogénea de la contaminación microbiológica en el combustible, una sola
muestra muy pocas veces proporcionará los resultados adecuados que
refleje la verdadera contaminación del fluido.
Muchos operadores en la aviación llevan a cabo una rutina o un monitoreo
microbiológico ocasional en los tanques de combustibles como una medida
de precaución. Algunos factores resultan importantes, particularmente,
aquellos factores relacionados al amplio rango de fluctuaciones de
temperatura que sufre el tanque de combustible (menos de -40° C en vuelo a
+40° C en tierra). Estas variaciones de temperatura afectan directamente la
tasa de crecimiento microbiológico, así como también, la condensación de
agua en el tanque. (4)
II.13. PROCEDIMIENTO DE TOMA DE MUESTRAS
Cuando las muestras van a ser usadas en pruebas de cultivo para
microorganismos viables, se deben tomar las precauciones pertinentes para
asegurar que otros microorganismos, aparte de los que están presentes en la
muestra, no contaminen la muestra, debido a que la contaminación de ésta
puede perjudicar los resultados. La mayoría de las pruebas microbiológicas
que involucran un período de incubación de varios días son pruebas de
cultivo. Las partículas microbianas individuales en la muestra son cultivadas
en un medio nutritivo, en el cual se reproducen, alcanzando poblaciones de
Capítulo II. Marco Teórico 43
varios millones de microorganismos y empiezan a ser visibles como colonias
contables (unidades formadoras de colonias o ufc) o se comienza a apreciar
un cambio de color o turbidez en el medio de crecimiento. Si se introducen
microorganismos que no pertenecen a la muestra durante el proceso de toma
de muestras, éstos también se reproducirán durante el período de incubación
y producirán un resultado artificial alto o hasta podrán enmascarar una
genuina contaminación de combustible.
Los microbios son ubicuos y aquellos que pueden contaminar las muestras
pueden venir del aire, del personal que toma la muestra y del recipiente,
equipo, tubería o accesorio donde se toma la muestra. Se deben tomar
medidas razonables para minimizar las ocasiones en que la muestra pueda
contaminarse y producir impactos adversos en los resultados de las pruebas
o análisis. (4)
II.13.1. Preparación para el Transporte y Análisis de Muestras
Para minimizar retrasos entre la toma de muestra y el análisis, deben
tomarse ciertas medidas antes de realizar el análisis, tales como: prepararse
para las pruebas que se llevarán a cabo y realizar los arreglos necesarios en
el transporte de la muestra hacia el laboratorio. Es muy probable que ocurran
cambios en la población microbiana de la muestra durante el transporte de
ésta. Se debe asegurar que, una vez tomada la muestra, mantener, en la
medida de lo posible, las mismas características de la población microbiana
Capítulo II. Marco Teórico 44
hasta el momento en que se llevará a cabo el análisis. Las muestras tomadas
de sistemas a temperatura ambiente, idealmente, deben mantenerse frías
(4°C) durante el transporte, pero nunca deben ser congeladas. El retraso
entre la toma de muestras y el análisis debe ser minimizado, realizando las
pruebas microbiológicas lo más pronto posible después de la que la muestra
es tomada, esto es en un período no mayor de 48 horas. El uso de análisis
in-situ tiene una gran ventaja, ya que, se reducen los retrasos entre la toma
de muestra y el análisis.
Si se está trabajando en un laboratorio analítico, es necesario avisar con
antelación la entrega de la muestras, de modo que, el personal esté
preparado para desarrollar los análisis y, así, minimizar retrasos. De igual
forma, se debe facilitar al personal del laboratorio toda la información posible
acerca del sistema del cual se tomó la muestra y las razones y objetivos de la
investigación, de esta forma, se hará una mejor selección de los
procedimientos que se desarrollarán en el laboratorio y conducirán a una
mejor interpretación de los resultados obtenidos. Esta información puede
incluir una descripción de la apariencia de la muestra al momento en el que
se que tomó, temperatura del tanque/sistema, el método usado para
descontaminar equipos o recipientes de toma de muestras, el volumen de la
muestra de combustible y la ubicación y tipo de tanque. Si se han usado
biocidas, las técnicas de análisis deben adaptarse para neutralizar este
compuesto. (4)
Capítulo II. Marco Teórico 45
II.13.2. Etiquetado
Siempre se debe etiquetar los contenedores de muestras inmediatamente
antes de llevar a cabo los análisis. Se debe preparar una etiqueta lo
suficientemente detallada incluyendo las siguientes especificaciones:
ƒ
Lugar en el cual se tomó la muestra
ƒ
Descripción del material de la muestra
ƒ
Número de referencia o nombre del tanque, sistema, avión o barco
ƒ
Tipo de muestra (del tope, medio o fondo)
ƒ
Fecha y hora en la que se tomó la muestra
ƒ
Identificación del operador que tomó la muestra
Cuando el laboratorio reciba la muestra, también debe reportar la fecha y la
hora en la que fue recibida y la fecha y la hora en la que la muestra fue
analizada. (4)
II.13.3. Botellas y Contenedores de Muestras
Las botellas en las que se tomará la muestra deben ser de un tamaño
adecuado (las botellas de 500 mL son generalmente apropiadas) y tanto la
botella como su tapa o rosca deben estar hechos de un material que sea
compatible con el combustible (por ejemplo, no puede estar hecho de
poliestireno). Las botellas de vidrio limpias son ideales, ya que éstas
permiten un contacto visual preliminar, lo cual es una parte importante en
cualquier investigación microbiológica. Idealmente, se deben usar botellas
estériles. Las botellas de vidrio pueden esterilizarse calentándose en un
Capítulo II. Marco Teórico 46
horno a 160° C por, al menos, 2 horas. También se pueden esterilizar en un
autoclave (tratamiento con vapor a 103-138 KPa por 20 min). Pequeñas
cantidades de agua residual en el contenedor de la muestra podría ocasionar
resultados erróneos para los análisis de la fase combustible, porque
cualquier microbio en la muestra siempre tenderá a concentrarse en el agua.
(4)
II.14. ORGANISMOS PRESENTES EN FLUIDOS HIDROCARBONADOS
DERIVADOS DEL PETRÓLEO
Existe una gran variedad de microorganismos identificados en la degradación
de compuestos derivados del petróleo. La Tabla 3 muestra algunos de los
microorganismos responsables de la degradación de combustibles, así como
su género, su especie y el compuesto que éstos degradan.
Tabla 3. Microorganismos responsables de la degradación de compuestos derivados del
petróleo
Género
Acinetobacter
Achromobacter
Arthrobacter
Alcaligenes
Bacilus
Beauveria
Candida
Cellulomonas
Comamonas
Deslfotobacterium
Desulfococcus
Flavobacterium
Gordona
Especie
sp.
baumanii
calcoaceticus
calcoaceticus
sp.
sp.
sp.
faecalis
lentus
mascerans
alba
tropicales
flavigena
acidovorans
deshalogenans
sp.
devorans
sp.
Compuesto degradado
n-Alcanos
Hidrocarburos saturados y aromáticos
Bifenilos policlorados
Petróleo Crudo
Bifenilos policlorados
Hidrocarburos saturados y aromáticos
Petróleo crudo
Fenol
Bifenilos policlorados
Bifenilos policlorados
Hidrocarburos saturados y aromáticos
Petróleo crudo
Petróleo crudo
Bifenilos policlorados
o-Clorofenol
Alquilobencenos
Bifenilos policlorados
Dibenzotiofeno
Capítulo II. Marco Teórico 47
Marinobacter
Micrococcus
Mycobacterium
Nocardia
Nocardipsis
Paenbacillum
Phormidium
Penicillum
Pleorotus
Pseudomonas
Rhizobium
Rhodococcus
Saccharomyces
Serratia
aquaelolei
spp.
chthonoplastes
sp.
sp.
sp.
sp.
spp.
corium
simplicis simum
ostreatus
sp.
sp.
sp.
sp.
spp.
aeruginosa
fluorescens
putida
stutaeri
meliloti
sp.
sp.
erythropolis
sp.
sp.
marcescens
paucimobilis
Petróleo crudo
Pireno
n-Alcanos
Pireno
n-Alcanos
Dibenzotiofeno
Petróleo crudo
Dibenzotiofeno
n-Alcanos
Hidrocarburos saturados y aromáticos
Polinúcleo aromáticos
Tolueno
Bifenilos policlorados
Fenantreno
Petróleo crudo
Petróleo crudo
Fenol
Petróleo crudo
Petroleo crudo
Tetracloroetileno
Dibenzotiofeno
Dibenzotiofeno
Alcanos
Petróleo crudo
Petróleo crudo
Fenol
Petróleo crudo
HPAs
Fuente: VALDERRAMA BLANCO, Brenda. S/F. México. “Microbiología del petróleo y sus derivados”.
(2005). Disponible en:kjnjknkjnjnkjnjnknkjnkjnkjnknkjnkjnjknkjnkjnjnjnjnjknkjnjknjknjknjnjnjhbbjhb
http://biblioweb.dgsca.unam.mx/libros/microbios/Cap2/imagenes/c2im3.html
Aunque no han sido caracterizados en su totalidad, muchos de estos
microorganismos poseen actividades de peroxidasas y oxigenasas, que
permiten la oxidación más ó menos específica de algunas fracciones del
petróleo. Esta oxidación cambia las propiedades de los compuestos,
haciéndolos susceptibles de ataques secundarios y facilitando su conversión
a dióxido de carbono y agua. (22)
Capítulo II. Marco Teórico 48
II.15. GÉNERO PSEUDOMONAS
De las numerosas especies de Pseudomonas (familia Pseudomonadaceae),
solamente
Pseudomonas
aeroginosas,
Pseudomonas
pseudomallei,
Pseudomonas mallei, son consideradas patógenos importantes para el
hombre.
Los miembros del género Pseudomonas son bacilos gramnegativos móviles,
aeróbicos, algunos pueden producir pigmentos y están ampliamente
distribuidos en suelos, agua, plantas, animales, combustibles y fluidos
lubricantes.
Todos son bacilos gramnegativos, rectos o ligeramente curvados, catalasa
positiva, usualmente oxidasa positiva y capaces de crecer a temperaturas de
4-43° C. (3)
II.15.1. Pseudomonas aeroginosas
La Pseudomonas aeroginosas está ampliamente distribuida en la naturaleza.
Sus necesidades nutritivas son simples y pueden metabolizar una gran
variedad de fuentes de carbono. De ahí su capacidad para multiplicarse en
cualquier medio húmedo que contenga incluso cantidades mínimas de
compuestos orgánicos. (3)
Capítulo II. Marco Teórico 49
II.15.1a. Morfología
En la Figura 6 se presentan bacilos gramnegativos aeróbicos de 0,5 a 1,0 por
1,5 a 3,0 μm. Se presenta aislado, en pares o cadenas cortas. Es inmóvil, no
tiene esporas, ni posee cápsula. Cuando crece en ausencia de sucrosa, se
produce una capa polisacárida extracelular, similar a una cápsula. (3)
Figura 6. Tinción de Gram de la Pseudomonas aeroginosas
Fuente: TODAR, K. (2004). Pseudomonas aeroginosas. (2005). Disponible en:
http://textbookofbacteriology.net/pseudomonas.html
II.15.1.b. Aspectos microbiológicos
Las Pseudomonas aeroginosa crecen rápidamente en diferentes medios de
cultivos. Forman colonias lisas, redondas, de color verdoso fluorescente (ver
Figura 7), algunas veces produciendo un olor dulzón o parecido a la uva,
debido a la aminoacetofenona. A menudo producen un pigmento azulado,
soluble en agua y cloroformo, no fluorescente, el cual difunde dentro del
agar, llamado piocianina. La piocianina es un pigmento de fenazina, capaz de
Capítulo II. Marco Teórico 50
inhibir el crecimiento a su alrededor de otras bacterias, especialmente
grampositivas. La Pseudomonas aeroginosas es la única especie de
Pseudomonas y de gramnegativo que producen piocianina. Muchas cepas
de Pseudomonas aeroginosas producen también un pigmento fluorescente
que le da un color verdoso al medio, la pioverdina. Otras cepas producen
pigmentos de color rojo oscuro, la piorrubina, y otras un pigmento negro, la
piomelanina. (3)
Figura 7. Presencia de Pseudomonas aeroginosas en Cetrimide Agar
Fuente:
(S/A).(2003).All
microbiology
news.
(2005).
Disponible
en:
http://www.rapidmicrobiology.com/news/Show_News_List.php?sector=AllHist&m=MAY%202
003.
II.15.1.c. Propiedades Bioquímicas
Las Pseudomonas aeroginosas es un bacilo aeróbico obligado (crece en
presencia de O2 solamente), no fermenta los hidratos de carbono, pero
puede oxidar los azúcares, tales como glucosa y xilosa, pero no la maltosa.
Producen gas a partir de nitratos y no producen ácido sulfhídrico o la
Capítulo II. Marco Teórico 51
presencia de un precipitado negro en el fondo tubo de ensayo en medio
Starkey. (3)
II.15.1.d. Propiedades metabólicas
La Pseudomona aeroginosa es un microorganismo extremadamente
adaptable que puede utilizar más de 80 compuestos orgánicos diferentes
para su crecimiento, y el amoníaco puede servir como fuente de nitrógeno.
La temperatura óptima para el crecimiento es de 37° C pero puede crecer a
42° C, no así a 4° C. (3)
II.16. BACTERIAS SULFATO-REDUCTORAS
Desulfovibrio desulfuricans ha sido catalogado como el agente causante del
deterioro de muchas áreas de interés industrial. Ellas ocasionan la corrosión
del acero y de tuberías de hierro (Ver Figura 8).
Figura 8. Bacterias Sulfato-reductoras en una tubería
Fuente: CALGARY,Alberta.2003. Canadá. “Iron, Manganese, Hydrogen Sulfide”. Disponible
en: http://www.davnor.com/articles/publications/bio_residential/ironfact.pdf
Capítulo II. Marco Teórico 52
Las bacterias sulfato reductoras más ampliamente conocidas son las
Desulfovibrio desulfuricans, referidas también como BSR. Estas bacterias
son no patógenas (que no causan ninguna enfermedad) y anaeróbicas
(requieren de un ambiente libre de oxígeno), pero son capaces de causar
corrosiones severas en materiales ferrosos en sistemas acuosos, debido a
que ellas producen enzimas que tienen la propiedad de acelerar la reducción
de sulfatos a ácido sulfhídrico (bastante corrosivo), por lo tanto, BSR actúan
como un catalizador en la reacción de reducción. Sin embargo, para que esta
reducción se lleve a cabo, deben estar presentes cuatro componentes, estos
son: BSR, sulfatos, una fuente de energía en forma de electrones libres y la
temperatura del agua debe ser aproximadamente menor a 65° C. (7)
La presencia de bacterias sulfato reductoras en sistemas acuosos puede ser
determinada mediante tres métodos: percepción sensorial, determinación del
pH y análisis biológico.
-
Percepción Sensorial: como el ácido sulfhídrico es un sub-producto
de su metabolismo, el olor característico a “huevo descompuesto”
asociado al azufre es un indicador de la posible presencia de
bacterias sulfato reductoras en sistemas acuosos.
-
Determinación de pH: como el ácido sulfhídrico es un sub-producto
de su metabolismo, las BSR también causan una disminución en el
Capítulo II. Marco Teórico 53
nivel del pH del agua (pH ~ 5). Por lo tanto, si son necesarias
varias adiciones de sustancias básicas para mantener el nivel de
pH cercano del sistema acuoso dentro de los límites establecidos,
entonces es muy probable que exista la presencia de bacterias
sulfato-reductoras.
-
Análisis biológico: se toman muestras del agua o del depósito del
sistema y se analizan en un laboratorio. El procedimiento básico de
esta técnica involucra elaborar un caldo nutritivo con las muestras
tomadas para un posterior período de incubación. (7)
II.17. ESTERILIZACIÓN
El término esterilización denota la destrucción o eliminación de todos los
organismos vivientes y sus esporas, de un determinado material o producto.
El método para
alcanzar la esterilidad
está determinado
por las
características del producto. La elección del proceso de esterilización más
adecuado requiere un conocimiento íntimo del equipo usado y de la
estabilidad del material a esterilizar.
El proceso de esterilización requiere, no sólo una estricta supervisión del
equipo y procedimiento por parte de un personal bien entrenado en la
Capítulo II. Marco Teórico 54
aplicación de los métodos de esterilización, sino también una prueba
adecuada de la efectividad del procedimiento usado. (1)
II.17.1. Métodos de esterilización
Variados son los métodos utilizados para la esterilización de los cuales se
pueden considerar: agentes físicos, químicos y mecánicos, tal como
muestran las Tabla 4, 5 y 6.
Tabla 4. Algunos agentes físicos utilizados para la esterilización
Calor húmedo
Calor
Calor seco♣
Radiaciones
No ionizantes
Ionizante
Agentes físicos
Vapor a presión♣
Tindalización
Agua hirviendo
Pasteurización
Aire caliente
Incineración
Ultravioleta
Luz visible (inactivación fotodinámica)
Rayos X, Gamma, etc
Fuente: CLAVELL, L., y PEDRIQUE, M.; 1983; Microbiología manual de métodos generales;
Universidad Central de Venezuela; Caracas. P. 11-12
Tabla 5. Algunos agentes mecánicos utilizados para la esterilización
Agentes mecánicos
Filtros de profundidad
Filtración
Filtros de superficie (membranas filtrantes)
Ondas sónicas y ultrasónicas
Fuente: CLAVELL, L., y PEDRIQUE, M.; 1983; Microbiología manual de métodos generales;
Universidad Central de Venezuela; Caracas. P. 11-12
♣
♣
Método utilizado en el fase experimental del trabajo de grado
Método utilizado en el fase experimental del trabajo de grado
Capítulo II. Marco Teórico 55
Tabla 6. Algunos agentes químicos utilizados para la esterilización
Agentes químicos
Oxido de etileno, betapropiolactona,
Gaseosos
formaldehído
Inorgánicos (cloruro de mercurio y óxido de
mercurio)
Derivados del mercurio
Orgánicos (Mercuriocromo y Merthiolate)
No
Cuartenarios de Amonio (cloruro de
gaseosos
benzalconio y cloruro de benzetonio)
Compuestos fenólicos (fenol y cresol)
Aldehídos (glutaraldehído)
Fuente: CLAVELL, L., y PEDRIQUE, M.; 1983; Microbiología manual de métodos generales;
Universidad Central de Venezuela; Caracas. P. 11-12
II.17.2. Agentes Físicos
II.17.2.a. Calor
Las actividades metabólicas de un organismo, son el resultado de reacciones
químicas y como tales son influenciadas por la temperatura. Las diferentes
especies de microorganismos son capaces de crecer a temperaturas que
varían ampliamente y cada tipo en particular tendrá una temperatura óptima,
una mínima, y una máxima a la cual crecerá. Temperaturas por encima de la
máxima ejercen un efecto letal sobre los microorganismos y temperaturas por
debajo de la mínima, detienen su multiplicación y causan la muerte de alguna
de las células de la población microbiana.
La acción letal del calor depende de la relación tiempo-temperatura, relación
que es afectada por numerosos factores, los cuales se deben tomar en
consideración cuando se selecciona el tiempo y la temperatura requerida
Capítulo II. Marco Teórico 56
para reducir la población microbiana a los límites deseados. (1)
II.17.2.a.1. Calor húmedo
El calor húmedo destruye los microorganismos por coagulación de las
proteínas. La presencia del agua facilita el proceso de destrucción de los
microorganismos, lo cual se explica de la siguiente manera: La configuración
natural de una proteína es estabilizada en parte por puentes de hidrógeno,
especialmente entre los grupos carbonilo y amino de diferentes péptidos, el
calor altera la configuración proteica y estos puentes en presencia de agua
se pueden romper fácilmente y ser reemplazados por puentes de hidrógeno
unidos a moléculas de agua. (1)
Esterilización por vapor a presión
Este proceso se lleva a cabo por autoclave y emplea vapor saturado bajo
presión. A menos que se indique otra cosa, la esterilización en autoclave
emplea vapor saturado a presión, a un mínimo de 121° C por 15 minutos
contados a partir del momento que el material alcance 15 lbs de presión
(121° C). La presión a la que el autoclave trabaja es medida por un
dispositivo medidor de presión localizado en la salida de vapor del autoclave.
Como el proceso depende tanto de la presencia de humedad como de la
temperatura elevada, deben tomarse las medidas adecuadas para asegurar
que todo el aire ha sido removido de la cámara del autoclave, previo al
Capítulo II. Marco Teórico 57
comienzo del ciclo de esterilización, ya que de no ser así, la atmósfera no
estará saturada de vapor de agua y no se logrará el efecto esterilizante
deseado. El tiempo de exposición varía con la naturaleza del producto y el
tamaño de los recipientes. Por ejemplo una solución en ampollas de vidrio
delgado de 50 ml, puede llegar a los 121° C en 6-8 minutos o más en el caso
que la solución sea envasada en botellas de vidrio grueso, de 1000 ml. Es
importante recordar que no es la presión lo que mata a los gérmenes, sino la
temperatura que alcanza el vapor bajo presión y el efecto hidrolítico del
mismo. La presión es sólo un medio de lograr vapor de agua a temperaturas
superiores a los 100° C, temperatura de ebullición del agua a presión normal.
(1)
Usos de la esterilización de vapor a presión
El autoclave es esencial en cualquier laboratorio de microbiología, la mayoría
de los medios de cultivo y materiales contaminados son rutinariamente
esterilizados en él. Existen algunos materiales que no pueden ser
esterilizados por autoclaves, entre ellos: sustancias no miscibles con el agua,
como grasas y aceites, que como no son penetrados por el vapor, los
gérmenes en su interior no son destruidos. Tampoco sustancias que se
alteren con la humedad. (1)
Capítulo II. Marco Teórico 58
II.17.2.a.2. Calor seco
Deshidrata las células y destruye los microorganismos por oxidación de sus
constituyentes.
Este proceso se lleva a cabo usualmente en un horno esterilizante diseñado
específicamente para ese propósito. Éste es calentado normalmente por gas
o electricidad, que en algunos casos están provistos de un ventilador para
hacer circular el aire con el fin de obtener una temperatura uniforme en todo
su interior.
La esterilización por calor seco se realiza usualmente a 160-170° C por un
período de 2 a 4 horas. Se pueden emplear temperaturas más bajas y
tiempos más largos para los materiales más sensibles, y temperaturas más
altas y tiempos más cortos para los más resistentes al calor.
El uso de la esterilización con calor seco se recomienda para esterilizar
materiales termoestables que no se pueden esterilizar en autoclave, como
por ejemplo aceites y polvos, y es el procedimiento de elección para
esterilizar material de vidrio. (1)
II.18. MEDIOS DE CULTIVO
Los microorganismos para crecer deben obtener del medio ambiente todas
las sustancias que ellos requieren para la síntesis de sus materiales celulares
Capítulo II. Marco Teórico 59
y para la producción de energía. Estas sustancias son llamadas nutrientes.
Por lo tanto un medio debe contener cantidades apropiadas de los
requerimientos específicos de los microorganismos para los cuales ha sido
diseñado.
Sin embargo los microorganismos son extraordinariamente diversos en sus
propiedades fisiológicas específicas y, como consecuencia, en sus
requerimientos nutricionales específicos. Existe, por la razón antes expuesta,
una gran variedad de medios de cultivos, los cuales pueden clasificarse de la
siguiente manera: (1)
II.18.1. Medios naturales o complejos
Están constituidos por sustancias complejas de origen animal o vegetal, las
cuales usualmente son completadas por la adición de minerales y otras
sustancias, es decir, que no se conocen todos los componentes del medio de
cultivo ni las cantidades exactas que están presentes. Muchos de los
componentes de los medios complejos son digeridos ácidos o enzimáticos de
diversos tejidos vegetales, carne, caseína, células de levadura, etc.; según la
sustancia que se trate, proporcionan fuentes ricas en polipéptidos,
aminoácidos, vitaminas o sales minerales. (1)
Capítulo II. Marco Teórico 60
II.18.2. Medios definidos o sintéticos
Son aquellos que ofrecen lo que se requiere para el crecimiento, en forma de
productos químicos relativamente puros y a una concentración conocida.
Los medios de cultivo pueden ser preparados en forma líquida o sólida.
Cuando se requiere cultivar los gérmenes sobre medios sólidos se prepara
un medio de cultivo líquido que se convierte en sólido añadiendo agente
gelificante, el más usado es el agar aunque la gelatina y la sílica-gel también
se usan en ciertas ocasiones. (1)
II.18.3. Medios de cultivos de enriquecimiento y selectivos
Los
microorganismos
varían
ampliamente
en
sus
requerimientos
nutricionales y ambientales, es posible, eligiendo las condiciones apropiadas,
seleccionar de una mezcla un tipo de microorganismo en particular, esto es
lo que se llama un medio de cultivo de enriquecimiento o selectivo. (1)
II.18.3.a. Medios de enriquecimiento
Son medios líquidos que favorecen el crecimiento de un tipo de bacteria u
hongos en particular, permitiendo de esta manera aumentar el número de
microorganismos de esa especie. (1)
Capítulo II. Marco Teórico 61
II.18.3.b. Los medios selectivos
Son semejantes a los de enriquecimiento, se diferencian por ser sólidos y
son diseñados para el aislamiento de organismos específicos. Estos medios
contienen usualmente una o más sustancias inhibidoras de los gérmenes
excepto de aquellos que se quieren seleccionar. (1)
II.19. FLUIDOS DE CORTE
Los fluidos de corte son productos líquidos de composición más o menos
compleja, que se adicionan en el sistema de piezas metálicas, a fin de
lubricar y eliminar el calor producido.
Generalmente, estos productos reciben el nombre genérico de "aceites de
corte". Sin embargo, esta denominación no es del todo apropiada, si se tiene
en cuenta que algunos de estos productos no contienen la más mínima
cantidad de aceite mineral en su composición. Por tanto, la designación
"fluidos de corte" resulta más correcta.
Atendiendo a su contenido en aceite mineral, los fluidos de corte pueden
clasificarse del siguiente modo:
•
Fluidos aceitosos o aceites de corte.
•
Fluidos acuosos o taladrinas, que a su vez pueden ser:
o
Emulsiones
o
Sintéticas
Capítulo II. Marco Teórico 62
o
Semisintéticas
Con frecuencia, los fluidos de corte contienen aditivos, con el fin de
proporcionarles cualidades determinadas, acordes con el propósito al que se
les destina. Entre los aceites de corte, los aditivos más usuales son los de
extrema presión. Por lo que respecta a las taladrinas, además de éstos
pueden contener emulsionantes, antioxidantes e inhibidores de corrosión,
bactericidas y bacteriostáticos, perfumes, colorantes, quelantes, etc.
En determinadas circunstancias y especialmente en taladrinas semisintéticas
y emulsiones, una disminución significativa de la concentración suele
favorecer el crecimiento de la población microbiana, lo que facilita la
reducción del pH y la degradación del producto. En los sistemas y depósitos
de taladrinas que poseen buena aireación existe un predominio de
microorganismos
aerobios
del
género
Pseudomonas,
principales
responsables de su degradación, así como coliformes. Por el contrario, en los
sistemas mal aireados suelen aparecer organismos anaerobios estrictos del
género Desulfovibrio, que reducen los sulfatos a sulfuro de hidrógeno,
originando olores desagradables. También aparecen, con cierta frecuencia,
hongos y levaduras de los géneros Fusarium, Cefalosporium y Cándida. En
la Tabla 7 se muestra la cantidad de microorganismos detectados por
volumen y por placa, así como también, las posibles acciones correctivas
aplicadas a fin de solventar el problema de contaminación en el combustible.
Capítulo II. Marco Teórico 63
Tabla 7. Microorganismos detectados por volumen y placa; acciones correctoras aplicadas
en sistemas o tanques
Microorganismos Detectados
Bacterias/ml
Mohos/placa
<105
<3
105-107
3-10
>107
>10
Acción Correctora Aplicada
No se adopta acción alguna
Adicionar biocidas. Controlar semanalmente
Cambiar el producto. Limpiar y desinfectar el
sistema o tanque
Fuente: LABORDA GRIMA, Roberto. S/F. España. “NTP 317: Fluidos de corte: criterios de
control de riesgos higiénicos”. (2005). Disponible en:
http://www.mtas.es/insht/ntp/ntp_317.htm
Con independencia de las acciones indicadas, una forma sencilla y eficaz de
paliar el problema de los malos olores es airear las taladrinas, a fin de
suministrar al fluido, el oxígeno necesario para impedir el desarrollo de los
microorganismos anaerobios responsables del problema en cuestión.
Los Fluidos de Corte tienen las siguientes cualidades:
ƒ
Propiedades lubricantes que permitan construir películas aunque no
sean más que de tipo molecular para disminuir las fricciones y
tendencias a soldaduras locales
ƒ
Gran calor específico y propiedades refrigerantes
ƒ
Débil tensión superficial que sitúen el fluido de corte lo más cerca
posible del filo o arista de la herramienta
ƒ
Propiedades anticorrosivas protectoras
ƒ
Carencia de efectos fisiológicos sobre el personal
ƒ
La mayor transparencia posible para no impedir la visibilidad del
trabajo que se realiza
Capítulo II. Marco Teórico 64
ƒ
Una viscosidad apropiada si se requiere que ejerzan una acción de
arrastre y evacuación de residuos metálicos.
La Figura 9. muestra una representación de la labor de un Aceite de Corte en
una maquinaria.
Figura 9. Representación del funcionamiento de un Fluido de Corte en una maquinaria
Fuente: CRESPO, M.; 1972; “Los lubricantes y sus aplicaciones”; INTERCIENCIA; España.
II.19.1. Microorganismos asociados con el deterioro de los fluidos de corte
Un número algo extenso de especies de microorganismos, que han sido
aislado de algunos fluidos de corte, han demostrado su capacidad de crecer
en el laboratorio. Dichos organismos vienen de una gran variedad de fuentes
donde se crea un ambiente propicio para el desarrollo microbiano. Los
principales microorganismos responsables del deterioro químico real de los
fluidos debido a su propensión y números son aquellos que pertenecen al
género Pseudomonas aeruginosas y Pseudomonas oleovorans. Este grupo
Capítulo II. Marco Teórico 65
tiene una reputación de ser muy difícil de eliminar y de tener una menor
necesidad alimenticia para sobrevivir en comparación con otros grupos. De
esta forma es extremadamente difícil encontrar una formulación que no se
convierta tarde o temprano en un alimento para estas criaturas voraces.
Entre las actividades que realizan dichos organismos esta la oxidación de
los hidrocarburos saturados y no saturados; y por tanto de los fluidos de
corte.
Estos organismos son altamente oxidativos, lo cual significa que crecen en
condiciones máximas de aireación, se reproducen aproximadamente cada
45 minutos en condiciones ambientales en el fluido. Existen también
microorganismos que no requieren de oxigeno para su supervivencia y que
afectan de manera significativa
a los fluidos de corte como lo son los
anaeróbicos sulfato reductores. Estos no pueden comenzar, al parecer, su
crecimiento en el fluido fresco sino requieren de los materiales previamente
formados del crecimiento bacteriano aerobio. Su importante contribución al
deterioro es considerado desagradable por la presencia y exposición del
sulfuro de hidrógeno al ambiente, adicionalmente puede ser un factor que
contribuye a la corrosión puesto que lo puede causar en ausencia del
oxígeno.
Un tercer factor microbiano que se ha considerado y que ha ganado más
interés recientemente son los hongos. En los fluidos de corte tienden a
Capítulo II. Marco Teórico 66
desarrollarse los hongos que pertenecen sobre todo a los géneros: Fusarium
y Cephalosporium y Cladosporium. La presencia de hongos obstruye los
filtros y los inyectores de las maquinarias donde puedan estar presentes. En
la Figura 10 y Figura 11 se observan los hongos del género Cephalosporium
y Fusarium, respectivamente, que pudieran estar presentes en los Fluidos de
Corte. (11)
Figura 10. Cephalosporium acremonium (hongos encontrados en Fluidos de Corte)
Fuente: : HAMLYN, P. (1982). Protoplast fusion and genetic analysis in Cephalosporium
acremonium. (2005). Disponible en: http://fungus.org.uk/cv/thesis_fig5.9.htm
Figura 11. Fusarium (hongo encontrado en Fluidos de Corte)
Fuente:
S/A.
(S/F).
Fungi
Fusarium.
(2005).
http://byebyemold.com/mold_images/images/fusarium/fusarium_c.html
II.20. Turbo Kerosinas
Disponible
en:
Capítulo II. Marco Teórico 67
Es un destilado incoloro, menos volátil que la gasolina. El mayor volumen de
Kerosene (Turbo Kerosina) se logra mediante destilación atmosférica del
petróleo, a temperaturas que oscilan entre 240° C y 300° C.
Las propiedades más importantes que debe exhibir el turbokerosene, son en
especial, las siguientes:
ƒ
Estabilidad térmica: determina la resistencia a la oxidación y a la
polimerización del producto para las condiciones de operación, se
mide en función de la cantidad de depósitos formados en el sistema
de combustibles.
ƒ
Composición: la composición de los hidrocarburos del producto
determina la calidad de su combustión. Específicamente hay
limitaciones respecto al contenido de aromáticos y nafténicos, porque
éstos están asociados a la producción de humo y carbón durante la
combustión del producto.
ƒ
Contenido de Azufre: los óxidos de azufre, formados durante la
combustión, son corrosivos y afectan las partes metálicas de las
turbinas, razón por la cual su presencia en el combustible debe ser
reducida a su mínima expresión.
ƒ
Destilación: el punto inicial y el punto final del rango de destilación del
producto determinan las temperaturas de inflamación y congelamiento.
Capítulo II. Marco Teórico 68
La primera temperatura es importante por aspectos de seguridad en
tierra y la segunda por aspecto de operación de los equipos.
Los combustibles de aviación pueden clasificarse en dos grupos básicos:
gasolinas de aviación, para usar en aeronaves de motor alternativo o de
pistón y combustibles para turbinas de aviación (combustible Jet), para
usar en aeronaves de turbohélice o turborreactor. (6)
II.20.1. Contaminación y deterioro de Turbocombustibles
Los combustibles de aviación pueden resultar contaminados por diversas
sustancias (suciedad, agua, materia microbiológica, agentes tensoactivos o
residuos de otros compuestos químicos) así como por productos de petróleo
que se encuentren en los sistemas de distribución.
En el caso de la
gasolina de aviación, el número de octano (índice de
detonación) es de primordial importancia. Cualquier contaminación que
cause una reducción, aunque sea pequeña, en el índice de la mezcla pobre o
rica puede tener efecto rápido y catastrófico sobre el funcionamiento de los
motores de pistón de un avión, con grave pérdida de potencia,
recalentamiento y avería
mecánica de los componentes. La diferencias
serias de otras propiedades especificadas, tales como el rango de
destilación, la volatilidad y el contenido de tetraetilo de plomo, también
pueden originar graves defectos de funcionamiento
dentro de un tiempo
Capítulo II. Marco Teórico 69
relativamente corto. Los motores de turbohélice y los turborreactores no son
tan sensibles de inmediato a las deficiencias de cualquiera de las
propiedades de los combustibles de turbina; pero, si tienen que marchar
durante un tiempo prolongado con combustible que estén fuera de los límites
de las especificaciones, se puede perturbar el funcionamiento de elementos
críticos del sistema del combustible (como son las bombas y los dispositivos
de control) y reducir la duración o producir averías de las partes calientes del
motor, por ejemplo, las cámaras de combustión y los álabes de las turbinas.
En el caso de los combustibles de turbina, son la suciedad y el agua las que
producen el efecto más rápido y dañino, ya que obstruyen los filtros de las
aeronaves y restringen el paso del combustible a los motores.
Todos los combustibles pueden contener agua en solución hasta un límite de
saturación que depende de su composición química y de la temperatura. El
contenido real de agua disuelta en un momento determinado (es decir, el
grado de saturación) dependerá de varios factores, incluso la humedad
relativa del espacio lleno de aire que queda por encima del combustible y la
cantidad de agua no disuelta (libre) que está en contacto con el combustible
(por ejemplo, agua asentada en el fondo del tanque).
Mientras el agua disuelta permanece en solución, no tiene efecto adverso en
el funcionamiento del motor y el abastecedor de combustible no necesita
tenerla en cuenta. Sin embargo, el agua disuelta puede precipitarse ante un
descenso de la temperatura y entonces se convierte en agua libre o, si la
Capítulo II. Marco Teórico 70
temperatura es muy baja, en hielo. Estas condiciones pueden presentarse
durante el vuelo, especialmente en las aeronaves de turbina y los cristales de
hielo son capaces de obstruir los filtros del motor, impidiendo el flujo de
combustible con la consiguiente falla parcial o total del motor. El agua
separada que se asienta en los tanques de la aeronave también favorece el
crecimiento microbiológico.
El agua en el combustible puede presentarse en dos formas:
ƒ
Agua libre: agua en forma de una capa separada en el fondo del
recipiente que lo contenga.
ƒ
Agua en suspensión: agua como su nombre lo indica, suspendida en
el combustible, en forma de pequeñas gotas. (6)
II.21. CAUSAS DEL BIODETERIORO
Existen varios factores que pueden afectar de forma negativa a los fluidos.
Entre los cuales se pueden mencionar:
ƒ Largos períodos de uso de los fluidos, cuya rata de reemplazo es muy
baja. Esto ocasiona que el fluido sea propenso a un ataque microbial
ƒ La acumulación de iones metálicos que son solubles durante la
operación de la maquinaria que pueden contribuir al estímulo del
crecimiento microbiano
Capítulo II. Marco Teórico 71
ƒ La inhibición de la acción germicida, el deterioro catalítico del fluido y
los productos de la descomposición subsiguiente llegan a ser mejores
medios alimenticios para los microbios residentes
ƒ La adición de fluidos nuevos en sistemas poco saneados donde
posiblemente había la presencia de fluidos contaminados con
microorganismos
ƒ Los altos niveles de humedad en el ambiente es una condición
perfecta
para
la
iniciación
y
continuación
del
crecimiento
microbiológico en las diferentes partes de las maquinarias (11)
II.22. EFECTOS DEL DETERIORO MICROBIANO
Los efectos de la contaminación microbiana, en resumen, pueden ser
clasificados como: físicos, químicos, y biológicos
ƒ
Efectos físicos del deterioro
Estos efectos están relacionados sobre todo con la acción de los hongos ya
que por su misma naturaleza y agregación, interfieren con: la operación física
del flujo, la función de la máquina, y la filtración de los fluidos. Los hongos,
pueden formar depósitos fangosos en el fluido de corte. Si este crecimiento
no se trata correctamente pueden llegar a obstruir masivamente tanto las
líneas de entrega como los equipos de la filtración. Y las industrias afectadas
por este problema tendrían que parar su producción de vez en cuando, para
quitar físicamente este material.
Capítulo II. Marco Teórico 72
ƒ
Efectos químicos del biodeterioro
Corrosión
Hay una ley de la física que indica que para cada acción hay una reacción
igual y opuesta. Este axioma se puede ampliar a los sistemas de fluidos de
corte contaminados, es decir, los microbios son afectados por su ambiente, y
ellos alternadamente tienen un efecto sobre su ambiente. Un} área donde los
microorganismos pueden afectar es en la corrosión de ciertas piezas
metálicas. Ciertas bacterias son capaces de establecer una pila electrolítica o
de estimular reacciones anódicas o catódicas en el metal u otras superficies.
Estas reacciones electroquímicas en sistemas de corte pueden causar la
corrosión de la herramienta y del objeto. La contaminación bacteriana en los
fluidos de corte puede causar indirectamente la corrosión. Esto es realizado
de dos maneras, o consumiendo los inhibidores de la corrosión y/o
produciendo subproductos corrosivos tales como ácidos orgánicos.
Otros cambios químicos
La pérdida de los componentes anticorrosivos no es el único cambio químico
que los microbios pueden ejercer en un fluido. Varios estudios controlados
muestran que otros componentes de los fluidos son parcialmente perdidos y
algunas
veces
completamente
agotados
en
presencia
poblaciones
microbianas. Este cambio químico en los fluidos puede estar directamente
correlacionados con las pérdidas de las funciones que debería cumplir el
fluido, particularmente en el caso de aceites solubles donde se degrada el
Capítulo II. Marco Teórico 73
hidrocarburo. Una pérdida concurrente de lubricidad puede ocurrir con este
tipo de actividad microbiana.
La instrumentación sofisticada tal como cromatografía líquida de alta presión
(HPLC) y la espectroscopia infrarroja (IR) pueden detectar incluso los
cambios más sutiles en la química del fluido, causada por la actividad
metabólica microbiana. Existen otros cambios menos sutiles en el fluido lo
cual también es causado por los microbios, por ejemplo, algunos
microorganismos son responsables de la variedad de olores desagradables
como huevos putrefactos. En algunos casos a causa de dichos olores,
muchos trabajadores se ven en la obligación de parar la producción hasta
que tales olores se encuentren bajo control.
ƒ
Efectos biológicos del deterioro
Este se relaciona sobre todo con las interacciones organolépticas de los
trabajadores con su ambiente.
Los olores a huevo putrefacto, los olores
fecales, o los olores a añejos, pueden afectar la vida de los trabajadores
sometidos a esa clase de olores, por los que si estos problemas no son
tratados a tiempo traerían consigo consecuencias muy serias. (11)
CAPÍTULO III
MARCO METODOLÓGICO
“Una experiencia nunca es un fracaso,
pues siempre viene a demostrar algo”.
Thomas Alva Edison
"La teoría es asesinada tarde o
temprano por la experiencia."
Albert Einstein
Capítulo III: Marco Metodológico 74
III. MARCO METODOLÓGICO
III.1 CARACTERÍSTICAS METODOLÓGICAS
Con el fin de realizar una correcta definición de las actividades a llevar a
cabo durante el desarrollo experimental se decidió orientar el estudio en
cinco fases, las cuales se explican a continuación:
1. Búsqueda de información o exploración: En esta fase se reúnen todos
los requisitos del proyecto a fin de tener una visión más global del
proceso a desarrollar. Se identificaron las fuentes de información y se
inició con la recolección de los datos para la realización del proyecto.
2. Inventario de materiales, reactivos y equipos disponibles: En esta
etapa se realiza un inventario informal de los materiales, reactivos y
equipos de los cuales se disponen y necesitan para realizar los
análisis microbiológicos.
3. Estandarización de Metodologías: Conociéndose los materiales,
reactivos y equipos disponibles se estandarizan las metodologías
asociadas al análisis microbiológico en Turbo Kerosinas y Fluidos de
Corte.
4. Implementación de las metodologías estandarizadas: En esta fase se
aplican, a nivel de laboratorio, las metodologías estandarizadas ASTM
“Fuel and Fuel Systems Microbiology-Fundamentals, Diagnosis, and
Contamination Control” para la determinación de bacterias sulfato-
Capítulo III: Marco Metodológico 75
reductoras anaerobias. De igual forma, se aplican las metodologías
estandarizadas propuestas en el Manual de Control de Calidad de
Laboratorios International Health, L.I.H. C.A. y del Manual de Métodos
Generales de Microbiología de la Universidad Central de Venezuela
para la determinación de la presencia de microorganismos aerobios
mesófilos,
así
como
también,
de
Pseudomonas
aeroginosa
(específicamente), y de hongos en general.
5. Elaboración de Kits (prototipos) Microbiológicos: Con la aplicación de
las metodologías estandarizadas se logran elaborar “Kits (prototipos)
microbiológicos” para determinar la presencia de bacterias sulfatoreductoras anaerobias y microorganismos aerobios mesófilos (en
general), de fácil manipulación y correlacionados linealmente con la
metodología aplicada a nivel de laboratorio. Los Kits se preparan y
ponen a prueba de manera paralela al análisis realizado a nivel de
laboratorio, para que de esta forma se verifique la aplicabilidad de los
mismos.
III.2 BÚSQUEDA DE INFORMACIÓN O EXPLORACIÓN
A lo largo de esta actividad se llevó a cabo un levantamiento de la
información disponible sobre Microorganismos asociados a los Combustibles
de Aviación y Fluidos de Corte, asimismo, se investigó acerca de
metodologías aplicables para realizar análisis microbiológico en dichos
fluidos. La información recolectada sirvió para obtener los conocimientos
Capítulo III: Marco Metodológico 76
necesarios que fueron la herramienta fundamental en la realización del
presente trabajo.
En esta fase se encontraron metodologías que se adaptaban a los
materiales, equipos y reactivos que la Universidad Metropolitana disponía
para realizar los análisis microbiológicos necesarios, fundamentalmente: en
la metodología ASTM “Fuel and Fuel Systems Microbiology-Fundamentals,
Diagnosis, and Contamination Control”, “Manual de Control de Calidad de
Laboratorios International Health, L.I.H. C.A. “ y “Manual de Métodos
Generales de Microbiología de la Universidad Central de Venezuela”.
Como resultado de esta investigación se tiene el desarrollo del Marco Teórico
(Capítulo II), el cual es una síntesis de la información recopilada y además
permitió elaborar parte del Marco Metodológico (Capítulo III).
III.3 INVENTARIO
DISPONIBLES
DE
MATERIALES,
REACTIVOS
Y
EQUIPOS
En esta fase se realiza un inventario, de forma preliminar, de materiales,
reactivos, equipos y lugar de experimentación, tanto los disponibles como
los necesarios, para probar las metodologías ASTM “Fuel and Fuel Systems
Microbiology-Fundamentals, Diagnosis, and Contamination Control”, “Manual
de Control de Calidad de Laboratorios International Health, L.I.H. C.A.” y
“Manual de Métodos Generales de Microbiología de la Universidad Central
Capítulo III: Marco Metodológico 77
de Venezuela”. Se determinó la necesidad de adquisición de los reactivos y
materiales, teniendo en cuenta su valor económico para un posterior estudio
de costos.
El inventario se efectuó, realizando las consultas pertinentes a los técnicos
encargados de los laboratorios, dado sus conocimientos de empresas y/o
laboratorios que pudiesen surtir los reactivos, materiales
y equipos que
hacían falta para llevar a cabo el trabajo experimental.
III.4 ESTANDARIZACIÓN DE METODOLOGÍAS
En esta fase se ajustaron los métodos experimentales, de forma tal de
introducir estándares metodológicos a la hora de realizar los estudios
microbiológicos. Se establecieron procedimientos experimentales para
realizar análisis microbiológico en Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte,
basándose principalmente en la verificación y presencia de
equipos,
reactivos y/u otros elementos de los cuales se disponían a la hora de realizar
la experimentación.
En esta etapa se estandarizaron las metodologías de análisis para
determinar la presencia de microorganismos aerobios mesófilos en general y
la presencia de Pseudomonas aeroginosas y hongos, así mismo para
determinar la presencia de bacterias sulfato-reductoras anaeróbicas. Los
Capítulo III: Marco Metodológico 78
procedimientos
llevados
a
cabo
se
detallan
en
el
apartado
III.5
(implementación de las metodologías estandarizadas).
III.5 IMPLEMENTACIÓN DE LAS METODOLOGÍAS ESTANDARIZADAS
III.5.1 PREPARACIÓN Y ESTERILIZACIÓN DEL MATERIAL DE VIDRIO
III.5.1.1 Objetivo
- Preparar de una manera conveniente, previa a la esterilización, el material
de laboratorio limpio, para que una vez esterilizado conserve esta condición
Pipetas:
Con un alambre de grosor adecuado, se colocó en la boquilla un trocito de
algodón que actúa como filtro, impidiendo la contaminación del material
absorbido de la propipeta, y a la vez como protector de la propipeta. Para su
esterilización, se les introducía dentro de cajas o estuches metálicos, o
envueltas en papel Kraft, ya sea individualmente o en grupos, y se
esterilizaban con calor seco a 160° C durante 2 horas y/o en autoclave a 15
psi (121° C) durante 15 min.
Tubos de ensayo:
Se taponaban uno a uno con algodón, se envolvían en grupos o se
colocaban en cestas para ser esterilizados. El tapón quedaba introducido en
el tubo no más de 3 cm., siendo de un tamaño que permitiera su fácil
manipulación y se trataba que no quedara ni muy flojo ni muy apretado.
Capítulo III: Marco Metodológico 79
Placas de Petri:
Se envolvían en grupos de 1 a 10 placas de Petri en papel Kraft.
Otros materiales:
Los matraces, fiolas, probetas, equipo de filtración, kitazatos y frascos se
taponaban como los tubos de ensayo y se cubrían el algodón con papel kraft
antes de esterilizarlos.
Todos los materiales antes nombrados se esterilizaban en autoclave a 15 psi
(121° C) durante 15 minutos.
III.5.1.2 Limpieza del Material de Vidrio
III.5.1.2.1 Reactivos
Detergente líquido
Agua destilada
Solución sulfocrómica:
Dicromato de potasio................... 65g
Agua destilada..............................900 ml
Ácido sulfúrico concentrado........completar 1 litro
III.5.1.2.2 Equipos y materiales
Autoclave, estufa, papel kraft, algodón, pabilo
Capítulo III: Marco Metodológico 80
III.5.1.2.3 Procedimiento experimental
El material de vidrio sucio se remojaba en solución sulfocrómica, luego se
lavaba y enjuagaba.
Si el material de vidrio poseía material biológico o microorganismos, la
limpieza del mismo se efectuada de la siguiente manera:
a) Se esterilizaba el material de vidrio junto con el medio inoculado en
autoclave
b) Posteriormente se remojaba en una solución jabonosa, se eliminaba el
contenido y se lavaba
c) Una vez limpio, se enjuagaba no menos de 10 veces con agua
corriente y 3 o 4 veces con agua destilada
d) Una vez seco se cubría con papel Kraft y se esterilizaba en autoclave
a 15 psi durante 15 minutos.
Nota:
El material de vidrio utilizado soporta temperaturas de 121° C
III.5.2 EQUIPOS Y SU FUNCIONAMIENTO
Objetivo
- Conocer el funcionamiento de los equipos utilizados para realizar análisis
microbiológico.
Capítulo III: Marco Metodológico 81
Los equipos que se requirieron son los siguientes:
Autoclave
ƒ
Características
-
Debe alcanzar temperatura de 121° C y una presión de 15 libras
-
Debe mantenerse limpio y seco
-
Debe contener un controlador de temperatura apropiada y un medidor
de presión
-
Debe contener una llave o válvula de aliviadero del vapor
Funcionamiento
-
Se agrega agua destilada hasta cubrir el nivel indicado
-
Se coloca el material a esterilizar en las cestas
-
Se cierra, para lo cual las llaves deben quedar en forma paralela.
-
Se abre la llave de vapor
-
Se enciende al máximo
-
Cuando se comienza a incrementar la presión (aproximadamente a 5
libras) se espera unos 5 minutos de escape de vapor con el fin de
purgar el autoclave.
-
Se cierra la llave de vapor
-
Al llegar a 15 libras y 121° C se disminuye un poco la temperatura
para mantener estas condiciones y se cuentan 15 minutos
-
Se apaga y se abre la llave de vapor
-
Al bajar la presión (se puede apreciar en el manómetro), se abre el
autoclave
Capítulo III: Marco Metodológico 82
Estufa
ƒ
Características
-
Debe alcanzar temperaturas de 250° C
-
La temperatura debe controlarse
-
Debe mantenerse limpia
Funcionamiento
-
Se coloca el material a esterilizar
-
Se gradúa la temperatura a 170° C
-
Se esteriliza por 1 hora
-
Al finalizar, se disminuye la temperatura a 60° C (como mínimo)
Incubadora
ƒ
Características
-
Debe alcanzar temperatura de 70° C
-
Mantenerse limpia y libre de gérmenes
-
La temperatura debe controlarse
Funcionamiento
-
Se coloca el material a incubar
-
Se gradúa la temperatura adecuada para el análisis
Plancha de calentamiento
ƒ
Características
-
Debe ser de acero inoxidable
Capítulo III: Marco Metodológico 83
-
Debe alcanzar temperaturas de por lo menos 60° C
-
Mantenerse limpia y seca
Funcionamiento
-
Se enciende y se gradúa a la temperatura deseada
-
Se coloca el material sobre la plancha
Nevera
ƒ
Características
-
Debe tener un compartimiento de refrigeración (2-5° C)
-
Debe controlar la temperatura
-
Mantener limpia y libre de gérmenes
Funcionamiento
-
Se coloca en forma ordenada y sellada soluciones o material
microbiológico
ƒ
Otros equipos
Microscopio, balanza semi-analítica, equipo de filtración Millipore, campana
de flujo laminar, pHmetro.
Capítulo III: Marco Metodológico 84
III.5.3 PREPARACIÓN Y ESTERILIZACIÓN DE MEDIOS DE CULTIVO
III.5.3.1 PREPARACIÓN DE MEDIOS DE CULTIVO LÍQUIDOS (M-TGE,
MEDIO TIOGLICOLATO Y CALDO TSB)
III.5.3.1.1 Objetivo
- Instruir en la preparación correcta de los medios de cultivos líquidos (mTGE, medio Tioglicolato y caldo TSB).
III.5.3.1.2 Reactivos
Alcohol etílico o isopropílico al 70 % v/v
Agua destilada
Caldo m-TGE
Medio Tioglicolato
Caldo TSB
III.5.3.1.3 Materiales y equipos
Balanza analítica, plancha de agitación, autoclave, pHmetro, espátula,
algodón, fiolas (2000 ml), frascos de dilución (mayor a 100 ml), papel Kraft,
papel aluminio, tijera, marcador, pabilo.
III.5.3.1.4 Procedimiento experimental
-
Se limpió el área de trabajo con alcohol al 70 % v/v mediante un
algodón
Capítulo III: Marco Metodológico 85
-
Se pesaron los medios de cultivo según las especificaciones que se
indicaban en la etiqueta
-
Se transvasaron cuantitativamente los medios a las fiolas
-
Se diluyeron los medios con el agua destilada requerida, según la
etiqueta
-
Se llevaron a homogenización total por agitación y calentamiento
-
Se verificó que el pH (a 25° C) de los medios correspondían con las
especificaciones de la etiqueta
-
Se transvasaron cuantitativamente 100 ml de los medios a cada uno
de los frascos de dilución.
-
Se cerraron los frascos colocando papel aluminio debajo de cada tapa
-
Se colocó papel Kraft por encima de la tapa y se ató con pabilo
-
Se identificó cada frasco con el nombre del cultivo y fecha de
preparación
-
Se esterilizaron los frascos preparados con los medios de cultivos en
autoclave durante 15 minutos a 121° C y 15 lb de presión
-
Se almacenaron en un lugar fresco, oscuro y limpio
Notas:
- Todos los medios de cultivos preparados en el laboratorio tienen un período
de vida útil de tres meses luego de su preparación, si se mantienen las
condiciones de almacenamiento, pues de no cumplir esto se arrojarían falsos
positivos en los medios
- No se esterilizaban los caldos más de dos veces
Capítulo III: Marco Metodológico 86
III.5.3.2 PREPARACIÓN DE MEDIOS DE CULTIVO
(SABOURAUD DEXTROSE AGAR Y CETRIMIDE AGAR)
SÓLIDOS
III.5.3.2.1 Objetivo
- Instruir en la preparación correcta de los medios de cultivo sólidos
(Sabouraud Dextrosa Agar y Cetrimida Agar).
III.5.3.2.2 Reactivos
Alcohol etílico o isopropílico al 70 % v/v
Agua destilada
Sabouraud Dextrose Agar
Cetrimida Agar
III.5.3.2.3 Materiales y equipos
Balanza analítica, plancha de agitación, autoclave, pHmetro, espátula,
algodón, fiolas (2000 ml), papel Kraft, papel aluminio, tijera, marcador, pabilo.
III.5.3.2.4 Procedimiento experimental
-
Se limpió el área de trabajo con alcohol al 70 % v/v
-
Se pesaron los medios sólidos según las especificaciones que se
indican en las etiquetas
-
Se transvasaron cuantitativamente los medios a unas fiolas
-
Se diluyeron con la cantidad de agua destilada requerida, según la
etiqueta
Capítulo III: Marco Metodológico 87
-
Se llevaron a homogenización total por agitación y calentamiento
-
Se verificó que el pH (25° C) de los medios correspondían con las
especificaciones
-
Se taparon las fiolas donde se encontraban las soluciones
homogéneas, con algodón envuelto en gasa, cubriendo con papel
aluminio y luego con papel Kraft
-
Se identificaron las fiolas (nombre del agar y fecha de preparación)
-
Se esterilizaron en autoclave durante 15 min a 121° C y 15 lb de
presión
-
Se dejaron enfriar, luego se almacenaron en la nevera entre 2 y 5° C
Notas:
- Todos los agares preparados en el laboratorio tienen un período de vida útil
de tres meses luego de su preparación, pues de no cumplir esto se arrojarían
falsos positivos en los medios
- No se esterilizaban los agares más de dos veces
III.5.3.3 PROCEDIMIENTO PARA EL PLAQUEO Y ALMACENAMIENTO DE
LOS MEDIOS DE CULTIVO SÓLIDOS
III.5.3.3.1 Objetivo
- Instruir en el procedimiento correcto para el plaqueo y almacenamiento de
los medios de cultivo sólido
Capítulo III: Marco Metodológico 88
III.5.3.3.2 Reactivos
Alcohol isopropílico o etílico al 70 % v/v
Agares preparados de Sabouraud Dextrose y Cetrimida♣
III.5.3.3.3 Materiales y equipos
Mechero, algodón, cápsulas de Petri
III.5.3.3.4 Procedimiento experimental
-
Se limpió el área de trabajo usando alcohol al 70 % v/v
-
Se identificaron las cápsulas de Petri con el nombre del Agar
-
Se quitó el tapón de la fiola e inmediatamente se trasvasaron
cualitativamente 25 ml de agar por placa y se cerró la misma
-
Se dejó enfriar hasta que el agar se solidificara
-
Se almacenaron las cápsulas de Petri de forma invertida a
temperaturas entre 2 y 5° C
Notas
- Todos los agares preparados en el laboratorio tienen un período de vida útil
de tres meses luego de su preparación, pues de no cumplir esto se arrojarían
falsos positivos en los medios
- No se esterilizaban los agares más de dos veces
♣
Véase apartado III.5.3.2
Capítulo III: Marco Metodológico 89
- Todo el material de vidrio que se utiliza dentro de la campana de flujo
laminar debe estar estéril
- Se trabajó en todo momento bajo el mechero
- Se calentaron los medios sólidos hasta fundir, en los casos de solidificación,
y se enfriaron hasta 45° C aproximadamente
III.5.4 PROCEDIMIENTO PARA LA TOMA DE MUESTRA DE TURBO
KEROSINAS Y FLUIDOS DE CORTE
III.5.4.1 Objetivo
- Aplicar un procedimiento correcto para la recolección de muestras de Turbo
Kerosinas y Fluidos de Corte con el fin de evitar contaminación
III.5.4.2 Reactivos
Alcohol etílico o isopropílico al 70 % v/v.
III.5.4.3 Materiales
5 Frascos con rosca para la toma de muestras de capacidad de 500 - 1000
ml (vidrio, polipropileno o poliestireno), guantes quirúrgicos, algodón,
mascarilla, marcador.
III.5.4.4 Procedimiento experimental
-
Se procedió al lavado de las manos antes de manipular el material y
los equipos de toma de muestra
Capítulo III: Marco Metodológico 90
-
Se identificaron los frascos estériles para la
toma de muestra
indicando número de muestra, tipo de fluido, procedencia y fecha de
muestreo, tal como lo resume la Tabla 9
-
Durante la toma de muestras se limpió al alrededor del área donde
estaba localizado el punto de muestreo del contenedor del fluido a
analizar con alcohol al 70 % v/v usando un algodón o un paño limpio
-
En el momento de la toma de la muestra se utilizaron guantes estériles
-
Se abrió la válvula completamente y se dejó correr el fluido de dos a
tres minutos
-
Al momento de realizar el muestreo se cerró un poco la válvula para
evitar salpicaduras durante la toma de muestra del fluido
-
En los tanques abiertos, se tomó el frasco de muestreo, se le amarró
alambres limpios (con alcohol al 70 %) de forma tal que se pudiese
sumergir el envase en el tanque; se sumergió el envase y se tomó la
muestra correspondiente
-
Para evitar falsos positivos, se abrieron los frascos al momento de la
recolección de la muestra del Fluido de Corte o el Combustible de
Aviación y se cerraron rápidamente
-
Se transportaron las muestras hacia el sitio de análisis evitando en
todo momento agitar el frasco. Las muestras se mantuvieron
aproximadamente a 4° C hasta llegado el momento del análisis
Capítulo III: Marco Metodológico 91
Tabla 9. Descripción de los fluidos utilizados en la fase experimental durante la toma de
muestra
Muestra/
Tipo de
Fluido
Procedencia
2/Jet A1
Aeropuerto
Maiquetía/
Tanque de
avión
4/Jet A1
Aeropuerto La
Carlota/
Tanque del
ala derecha
de un avión
inoperativo
7/Jet A1
Aeropuerto La
Carlota/
Cisterna
Volumen
de
muestra
(ml)
1000
500
500
Fecha de
muestreo
17/11/04
Observaciones
Color amarillo con
presencia,
ausencia de fase
acuosa (visible)
18/11/04
Color grisáceo,
distinción de
interfase
(combustibleagua) turbidez en
la fase acuosa,
presencia de
partículas sólidas.
Picaduras en el
tanque con
notable presencia
de limo
17/12/04
Color amarillo claro,
buen aspecto, sin
partículas
suspendidas ni
distinción de
interfase
8/Jet A1
Aeropuerto La
Carlota/
Tanque de
helicóptero
500
9/Jet A1 en
caldo
nutritivo
Kit para
determinar
presencia de
bacterias
sulfatoreductoras
anaerobias
---
17/12/04
Desconocida
Color amarillo
claro, buen
aspecto, sin
partículas
suspendidas ni
distinción de
interfase
Fluido turbio, con
interfase
fácilmente
distinguible, con
presencia de
bacterias sulfatoreductoras
anaerobias
(utilizado para
control)
Imágenes de las
muestras
recolectadas
Capítulo III: Marco Metodológico 92
Kit para
determinar
presencia de
bacterias
sulfatoreductoras
anaerobias
----
VenocoCorte/Fluido
Guacara Edo.
de Corte
Carabobo/
Venosoluble
Envase de 1
AW
galón
500
10/Jet A1
en caldo
nutritivo
Desconocida
17/11/04
Fluido turbio, con
interfase
fácilmente
distinguible, con
presencia de
bacterias sulfatoreductoras
anaerobias
(utilizado para
control)
Emulsión blanca,
sin partículas
sólidas
Notas:
- El lapso de tiempo entre la toma de muestra y el análisis no debería
exceder las 24-48 horas
-
El volumen de las muestras recolectadas estuvo comprendido entre 500 –
1000 ml
-
El frasco para la toma de muestra (estéril) se mantuvo abierto solamente
lo necesario
-
Se evitó en todo momento tocar los interiores de los envases de muestreo
y casquillos de éstos
-
Si se quiere tomar varias muestras de un mismo tanque pero en puntos
distintos, se recomienda comenzar a muestrear desde la parte superficial
del tanque hasta llegar al punto más bajo del tanque de esta forma se
evita mayores turbulencias del fluido ha analizar
Capítulo III: Marco Metodológico 93
-
Si se quiere determinar únicamente organismos anaerobios dentro de un
contenedor del fluido es recomendable llenar el frasco de muestreo hasta
el borde dejando suficiente espacio vacío únicamente para las
expansiones que puedan ocurrir del fluido con los cambios de
temperatura durante el tránsito o el transporte.
En este caso es
recomendable tomar la muestra del fondo del tanque
-
Si se quiere determinar únicamente la presencia de microorganismos
aerobios se recomienda llenar el frasco de muestreo entre un 50 %
(ASTM 6469) a 80 % (IP Guidelines) ya esto promueve las condiciones
aerobias dentro del envase
III.5.5 PROCEDIMIENTO PARA DETERMINAR LA PRESENCIA DE
MICROORGANISMOS AEROBIOS MESÓFILOS Y HONGOS UTILIZANDO
EL MÉTODO DE FILTRACIÓN DE MEMBRANA
III.5.5.1 DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE MICROORGANISMOS
AEROBIOS MESÓFILOS EN LAS MUESTRAS DE TURBO KEROSINAS Y
FLUIDOS DE CORTE
III.5.5.1.1 Objetivo
- Determinar la presencia de microorganismos aerobios mesófilos en las
muestras de Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte
III.5.5.1.2 Reactivos
Medio Tioglicolato
Caldo TSB
Capítulo III: Marco Metodológico 94
Caldo MTGE
Alcohol 70 % v/v (etanol o alcohol isopropílico)
Solución 30 ml de solución salina al 0.85 % p/v
Solución 100 ml de Triton X-100 al 0.1 % v/v
III.5.5.1.3 Materiales y Equipos
21 frascos de dilución de capacidad de 100 ml con rosca, papel aluminio,
papel Kraft, 6 membranas para filtrar de 0.45 μm y diámetro de 47 mm,
equipo de filtración millipore, kitazato, pinza metálica, bomba de vacío,
campana de flujo laminar, mechero, algodón, marcador, autoclave,
incubadora, guantes y tapaboca.
III.5.5.1.4 Procedimiento experimental♣
-
Se prepararon y esterilizaron los medios líquidos (Caldo m-TGE,
Caldo TSB y medio tioglicolato) (Ver apartado III.5.3.1)
-
Se limpió y desinfectó el sitio de trabajo con alcohol al 70 %
-
Se encendió el mechero lo más cercano al lugar de trabajo
-
Se identificaron todos los medios de cultivo (fecha, nombre de la
muestra y el nombre del cultivo)
-
Se tomaron cuantitativamente 100 ml de las muestras a analizar
(Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte) y se filtraron en el equipo de
♣
Véase Figura 12 (representación esquemática)
Capítulo III: Marco Metodológico 95
Filtración Millipore (esterilizado) utilizando una membrana de 0.45 μ de
poro. Las muestras que se analizaron se resumen en la Tabla 10.
Tabla 10. Muestras analizadas para determinar la presencia de microorganismos aerobios
mesófilos.
N° de muestra
2
4
Corte
Blanco (control)
-
Tipo de fluido
Jet A1
Jet A1
Fluido de corte VenosolubleAw
Soluciones de lavado
Fecha de análisis
19/11/04
19/11/04
19/11/04
19/11/04
Se enjuagó el vaso de filtración y el filtro sucesivamente con las
soluciones:
100 ml de Triton X-100 al 0.1 % v/v
30 ml de solución salina de NaCl al 0.85 % p/v
-
Una vez finalizado el proceso de filtración, se desmontó el equipo y se
cortó el filtro en tres pedazos aproximadamente iguales
-
Se tomaron los trozos de filtro con una pinza estéril
-
Se colocó cada trozo de filtro en tres frascos de dilución distintos.
Cada frasco de dilución contenía 100 ml de MTGE, 100 ml de medio
Tioglicolato y 100 ml de caldo TSB
-
Una vez que se colocaron los pedazos del filtro dentro de los frascos
de dilución, se cerraron e incubaron de 2 a 7 días a 35 ± 2° C
-
Durantes los días de incubación se observaron los frascos de dilución
comparándolos
con
el
blanco.
Cuando
los
teteros
exhibían
enturbiamiento entonces tenían contaminación microbiana aerobia
Capítulo III: Marco Metodológico 96
mesófila. Y aquellos que no estaban turbios no presentaban
contaminación
microbiana
aerobia
mesófila
en
las
muestras
analizadas♣.
Notas:
- En todo momento se realizó un blanco para mantener un control del
procedimiento experimental y de los medios utilizados, y de esta forma evitar
falsos positivos.
- La experimentación se realizó por duplicado
♣
Véase resultados experimentales
Capítulo III: Marco Metodológico 97
Figura 12. Representación esquemática del procedimiento realizado para determinar la
presencia de microorganismos aerobios mesófilos en las muestras deTurbo Kerosinas y
Fluidos de Corte
Capítulo III: Marco Metodológico 98
III.5.5.2 Determinación de Pseudomonas aeroginosas y Hongos en las
muestras de Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte, presentes en los
caldos contaminados (turbios) por medio de repiques
III.5.5.2.1 Objetivos
- Determinar la presencia de Pseudomonas aeroginosas en las muestras de
Fluidos de Corte y Turbo Kerosinas
- Determinar la presencia de hongos en las muestras de Turbo Kerosinas y
Fluidos de Corte
III.5.5.2.1 Reactivos
Cetrimida Agar
Sabouraud Dextrose Agar
Alcohol 70 % v/v (etanol o alcohol isopropílico)
III.5.5.2.3 Materiales y Equipos
21 frascos de dilución con los caldos contaminados (véase apartado
III.5.5.1), 84 cápsulas de Petri, papel aluminio, campana de flujo laminar,
mechero, algodón, marcador, asa de platino, autoclave, incubadora, nevera,
guantes y tapaboca
Capítulo III: Marco Metodológico 99
III.5.5.2.4 Procedimiento experimental♣
-
Se emplearon las cápsulas de Petri que poseían aproximadamente 25 ml
de los agares (42 cápsulas con Cetrimide agar y 42 cápsulas con
Sabouraud Dextrose agar) ya preparados y esterilizados (ver apartado
III.5.3.2)
-
Se identificaron las cápsulas de Petri (nombre de la muestra, fecha de
análisis y el agar utilizado)
-
Se limpió el área de trabajo con alcohol al 70 % v/v
-
Se encendió el mechero lo más cercano posible al lugar de trabajo
-
Se cogieron los caldos que presentaron contaminación microbiana
(turbios)♦ y se realizaron repiques con un asa de platino estéril de cada
una de los teteros (turbios) en los agares, realizándoles estrías en el
mismo
-
Una vez que se realizó el repique se incubaron los caldos contaminados
en el medio Cetrimide Agar a 35 ± 2 ° C por 2-4 días, y los caldos
contaminados en el medio Sabouraud Dextrose Agar a 25 ± 2 ° C por 3-5
días
-
Una vez transcurridos los tiempos de incubación se observaron las
cápsulas de Petri
♣
Véase figura 13 (representación esquemática)
Véase apartado III.5.5.1 y capítulo IV (relacionado con los resultados obtenidos de la
turbidez de los caldos)
♦
Capítulo III: Marco Metodológico100
En el agar Cetrimide, si se observaba la presencia de una coloración verde
fluorescente confirmando la presencia de Pseudomonas aeroginosas en las
muestras analizadas. Y si no se observaba dicha coloración no había
presencia de Pseudomonas aeroginosas. En los casos de placas con
crecimiento microbiano se analizaba dicho crecimiento en el microscopio
realizándose la tinción de Gram para confirmar la presencia o no de
Pseudomonas aeroginosas (véase apartado III.5.5.3).
En cuanto al Sabouraud Dextrose Agar, se observaba si había presencia o
no de hongos.
Notas:
-
Se debe tomar en consideración que el Cetrimide agar es selectivo para
Pseudomonas aeroginosas, y el agar Sabouraud Dextrose Agar es un
medio selectivo para hongos
-
En todo momento se realizó un blanco para mantener un control del
procedimiento experimental y de los medios utilizados, y de esta forma se
evitaba falsos positivos
-
La experimentación se realizó por duplicado
Capítulo III: Marco Metodológico101
Figura 13. Representación esquemática del procedimiento realizado para determinar la
presencia de Pseudomonas aeroginosas y hongos en las muestras de Turbo Kerosinas y
Fluidos de Corte, presentes en los caldos contaminados (turbios)
Capítulo III: Marco Metodológico102
III.5.5.3 PROCEDIMIENTO PARA REALIZAR LA COLORACIÓN SIMPLE
DE GRAM
III.5.5.3.1 Objetivo
-
Realizar la tinción simple de Gram de alguna de las placas
contaminadas para efectuar la observación a través del microscopio y
verificar la presencia o ausencia de Pseudomonas aeroginosas.
III.5.5.3.2 Reactivos
Safranina
Violeta cristal
Azul de metileno
Agua corriente
Fluido de cedro
Solución salina al 0.85 %
III.5.5.3.3 Materiales y equipos
Microscopio, asa de platino, lamina para microscopio, mechero.
III.5.5.3.4 Procedimiento experimental
-
Sobre las láminas limpias y secas se colocó una gota de solución
salina
-
Con el asa de platino estéril se tocó el crecimiento de uno de los
cultivos y se suspendió el material recogido en la gota de solución
Capítulo III: Marco Metodológico103
salina, procediendo luego a extender esta gota en la lámina. Se
esterilizó el asa de platino en el mechero
-
Se dejó secar y luego se fijó a la llama
-
Se tiño de la siguiente manera:
a) Se cubrió con la solución colorante: azul de metileno, safranina
y violeta cristal y se dejó actuar por un minuto
b) Se lavó con agua corriente, se secó cuidadosamente y se
observó en el microscopio con el objetivo de inmersión
Nota:
-
Es importante resaltar que los organismos Gram positivos aparecen
teñidos de violeta y los Gram negativos de rosado
-
La Pseudomona aeroginosa es un microorganismo Gram negativo.
III.5.6. PROCEDIMIENTO PARA LA DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA
DE BACTERIAS SULFATO-REDUCTORAS ANAEROBIAS EN LAS
MUESTRAS DE TURBO KEROSINAS Y FLUIDOS DE CORTE
III.5.6.1 Objetivo
-
Determinar la presencia de bacterias sulfato-reductoras anaerobias en
las muestras de Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte
III.5.6.2 Reactivos
- Medio Starkey
- 500 ml de hidróxido de sodio (NaOH) 1 M
Capítulo III: Marco Metodológico104
- Potasio fosfato monobásico (KH2PO4)
- Cloruro de magnesio (MgCl2)
- Alcohol al 70 % (etílico o propílico)
III.5.6.3 Materiales y equipos
Balanza semianalítica, 14 inyectadotas desechables estériles graduadas de 5
ml, 1 inyectadora desechable estéril graduada de 10 ml, 15 tubos de ensayo
al vacío, gradilla, autoclave, pHmetro, 2 fiolas graduadas de 1 L y 1 fiola
graduada de 250 ml , 1 balón aforado de 50 ml, papel de aluminio y plancha
de calentamiento
III.5.6.4 Procedimiento para la preparación de las soluciones
III.5.6.4.1 Procedimiento para la preparación del medio Starkey.
-
En una fiola de 1 L se agregaron los necesarios para preparara el
medio Starkey
-
Se mezclaron todos los reactivos en aproximadamente 500 ml de
agua destilada calentándose suavemente hasta que se disolvieran
-
El pH de la solución se ajustó a 7.2 ± 0.2 con la solución “Buffered
Dilution Water, Working Solution”
♠
(el Agua de Dilución Buffer,
Solución de Trabajo)
-
Se esterilizó el Medio Starkey en autoclave a 15 psi (121° C) por 20
min
♠
Según normas ASTM
Capítulo III: Marco Metodológico105
-
Para un análisis por duplicado de cada una de las muestras
analizadas (véase tabla 11) se llenaron 2 (duplicado) x 7 (N° de
muestras analizadas) + 1 (blanco) = 15 tubos de ensayo al vacío con 9
ml del Medio Starkey estéril, medidos con una jeringa graduada de 10
ml de capacidad
Tabla 11. Muestras analizadas para determinar la presencia de bacterias sulfato-reductoras
anaeróbicas
N° de muestra
2
4
7
8
9
10
Corte
Tipo de fluido
Jet A1
Jet A1
Jet A1
Jet A1
Jet A1 con caldo nutritivo y presencia de
bacterias sulfato-reductoras anaeróbicas
Jet A1 con caldo nutritivo y presencia de
bacterias sulfato-reductoras anaeróbicas
Fluido de corte Venosoluble-Aw
Fecha de análisis
19/12/04
19/12/04
19/12/04
19/12/04
19/12/04
19/12/04
19/12/04
III.5.6.5 Procedimiento experimental♣
-
Para cada una de las muestras se necesitaron 2 tubos de ensayo al
vacío que contenían 9 ml del medio Starkey. Luego usando una
jeringa graduada de 5 ml, se añadió 1 ml de la muestra en cada uno
de los tubos correspondientes. Entre muestra y muestra las jeringas y
las agujas se
desechaban y los tubos de ensayo se agitaban
vigorosamente
♣
Véase Figura 14 (esquema experimental)
Capítulo III: Marco Metodológico106
-
Se obtuvo las condiciones anaerobias succionando el aire que podría
estar presente en cada uno de los tubos de ensayo utilizando para ello
las mismas jeringas con las cuales se añadieron las muestras a los
respectivos tubos de ensayo
-
Se incubaron los tubos de ensayos a temperatura ambiente por 21
días
-
Los tubos de ensayo que exhibían un contenido de color negro, o un
precipitado negro en el período de 21 días se tomó como resultado
positivo
Notas:
-
Se incluyó en todo momento un blanco para mantener un control del
análisis
-
En el análisis se incluyeron muestras que poseían bacterias sulfatoreductoras (muestras 9 y 10), como patrón del análisis realizado
Capítulo III: Marco Metodológico107
Figura 14. Representación esquemática del procedimiento realizado para determinar la
presencia de bacterias sulfato-reductoras anaeróbicas en las muestras de Turbo Kerosinas y
Fluidos de Corte
Capítulo III: Marco Metodológico108
III.6 ELABORACIÓN DE LOS KITS MICROBIOLÓGICOS (PROTOTIPO)
III.6.1 KIT MICROBIOLÓGICO PARA DETERMINAR LA PRESENCIA DE
MICROORGANISMOS AEROBIOS MESÓFILOS EN LAS MUESTRAS DE
FLUIDOS DE CORTE Y TURBO COMBUSTIBLES DE AVIACIÓN
III.6.1.1 Objetivo
- Elaborar kit microbiológico que permita determinar la presencia de
microorganismos aerobios mesófilos en las muestras de Fluidos de Corte y
Turbo kerosinas.
III.6.1.2 Instructivo de operación para el manejo del kit microbiológico♣
-
Tomar la muestra a analizar con el envase identificado con “toma de
muestra” , utilizando guantes estériles y mascarilla
-
Realizar los análisis en un lugar cerrado, limpio y con toma corriente
de 110 – 120 V
-
Al comenzar el análisis, limpiar el sitio de trabajo con alcohol
isopropílico al 70 % v/v utilizando para ello algodón
-
Enchufar la incubadora portátil y regular la temperatura del mismo a
35 ± 2° C
♣
-
Encender el mechero portátil de alcohol
-
Colocarse un par de guantes estériles nuevos y la mascarilla
Véase figura 15 (representación del esquema experimental)
Capítulo III: Marco Metodológico109
-
Preparar el equipo de filtración, incorporando con la pinza metálica
previamente esterilizada con el mechero, una membrana de filtración
de 25 mm de diámetro y 0,45 μm por poro
-
Con una jeringa estéril de 20 ml, tomar 10 ml de la muestra a analizar
y añadirlo al equipo de filtración, recogiendo el líquido filtrado en el
frasco recolector
-
Seguidamente verter el contenido del envase con 10 ml de la solución
Triton X-100 al 0.1 % v/v (estéril) y 3 ml de la solución salina al 0.85
% p/v (estéril)
-
Una vez finalizado el proceso de filtración, remover la membrana con
la pinza metálica esterilizada en el mechero
-
Sin tocar el filtro con las manos, recortar la membrana en 3 pedazos
con la tijera metálica esterilizada en el mechero
-
Posteriormente se añade cada uno de los pedazos en los envases con
los caldos nutritivos estériles de TSB, m-TGE y Tioglicolato
-
Cerrar los recipientes rápidamente y colocarlos en la incubadora
portátil
-
Mantener los caldos en incubación de 2 a 7 días a 35 ± 2° C
-
Una vez transcurrido el tiempo de incubación observar los medios. Si
alguno de ellos presentan enturbiamiento entonces la muestra se
encuentra contaminada con microorganismos aeróbios mesófilos. Si
por el contrario ninguno de los caldos presenta enturbiamiento
entonces la muestra no estará contaminada
Capítulo III: Marco Metodológico110
Notas:
-
Realizar el análisis en condiciones totalmente asépticas
-
Trabajar con precaución en el mechero
-
Antes de desechar los envases con los medios, someter los mismos
con calor seco a 160° C durante 2 horas o en autoclave a 15 psi (121°
C) durante 15 min
Figura 15. Representación esquemática del instructivo de operación del kit microbiológico
para la determinación de la presencia de microorganismos aerobios mesófilos
Capítulo III: Marco Metodológico111
III.6.1.3 Procedimiento de prueba y puesta en marcha del kit
microbiológico (prototipo)
Se puso a prueba el kit microbiológico para determinar la presencia de
microorganismos aerobios mesófilos utilizando las mismas muestras
empleadas en el apartado III.5.5.1 (véase tabla 12). Este ensayo se realizó
con el fin de establecer una correlación lineal entre la experimentación
aplicada a nivel de laboratorio (III.5.5.1) y la del kit.
Tabla 12. Muestras analizadas para determinar la presencia de microorganismos aerobios
mesófilos (kit prototipo)
N° de muestra
2
4
Corte
Blanco (control)
Tipo de fluido
Jet A1
Jet A1
Fluido de corte Venosoluble-Aw
Soluciones de lavado
Fecha de análisis
19/11/04
19/11/04
19/11/04
19/11/04
Notas:
- Según el procedimiento del apartado anterior (instructivo de operación
para el manejo del kit microbiológico)
III.6.2 KIT MICROBIOLÓGICO PARA LA DETERMINACIÓN DE LA
PRESENCIA DE BACTERIAS SULFATO-REDUCTORAS EN LAS
MUESTRAS DE FLUIDOS DE CORTE Y TURBO KEROSINAS
III.6.2.1 Objetivo
- Elaborar kit microbiológico que permita determinar la presencia de bacterias
sulfato-reductoras anaeróbicas en las muestras de Turbo Kerosinas y Fluidos
de Corte
Capítulo III: Marco Metodológico112
III.6.2.2 Instructivo de operación para el manejo del kit microbiológico♣
-
Tomar la muestra a analizar con el envase identificado con “toma de
muestra” , utilizando guantes estériles y mascarilla
-
Al comenzar el análisis, limpiar el sitio de trabajo con alcohol
isopropílico al 70 % v/v utilizando para ello algodón
-
Colocarse un par de guantes estériles nuevos y la mascarilla
-
Con una jeringa estéril de 5 ml, tomar 1 ml de la muestra a analizar
eliminando el aire que pudiese estar presente en la jeringa
-
Añadir 1 ml de la muestra en los tubos de ensayo (al vacío) que
poseen 9 ml del medio Starkey estéril. Sin retirar aún la jeringa del
tubo de ensayo, eliminar la posible presencia de aire, realizando
succión con la jeringa
-
Incubar los tubos por 21 días a temperatura ambiente en un sitio
oscuro
-
Mantener una observación diaria de los tubos.
-
Una vez transcurrido el tiempo de incubación observar los tubos de
ensayo. Si alguno de ellos presentan precipitado de color negro
entonces la muestra se encuentra contaminada con microorganismos
sulfato-reductores anaeróbicos. Si por el contrario ninguno de los
tubos no presenta precipitado negro entonces la muestra no estará
contaminada
♣
Véase figura 16 (representación esquemática)
Capítulo III: Marco Metodológico113
Nota:
-
Antes de desechar los envases con los medios, someter los mismos
con calor seco a 160° C durante 2 horas o en autoclave a 15 psi (121°
C) durante 15 min
Figura 16. Representación esquemática del instructivo de operación del kit microbiológico
para la determinación de bacterias sulfato-reductoras anaeróbicas en las muestras deTurbo
Kerosinas y Fluidos de Corte
Capítulo III: Marco Metodológico114
III.6.2.3 Procedimiento de prueba y puesta en marcha del kit
microbiológico (prototipo)
Se puso a prueba el kit microbiológico para determinar la presencia de
bacterias sulfato-reductoras. Se utilizaron las muestras que se exponen en el
apartado III.5.6 (véase tabla 11). El kit elaborado que se aplicó es el mismo al
expresado en el apartado III.5.6
CAPÍTULO IV
RESULTADOS Y ANÁLISIS DE RESULTADOS
“ Cualquiera podría haberlo hecho,
pero nadie lo hizo “
Anónimo
“ Si buscas resultados distintos,
no hagas siempre lo mismo “
Albert Einstein
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados116
IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN DE RESULTADOS
IV.1. RESULTADOS
IV.1.1. DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE MICROORGANISMOS
AEROBIOS MESÓFILOS EN LAS MUESTRAS DE TURBO KEROSINAS Y
FLUIDOS DE CORTE
Tabla 12. Observaciones en la determinación de la presencia de microorganismos aerobios
mesófilos en las muestras de Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte
Tipo de
fluido
Muestra
Repetición
Jet A1
2
1
2
Tiempo de
incubación
(horas)
168
168
48
1
Jet A1
4
48
2
48
1
Fluido
de
Corte
Corte
48
2
Blanco
48-168
Medios de Cultivo
m-TGE
No turbio
No turbio
Turbio con
precipitado
blanco (mal olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal olor)
Turbio Turbio
con precipitado
blanco (mal olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal olor)
Cristalino-no
turbio
Tioglicolato
No turbio
No turbio
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Cristalino-no
turbio
TSB
No turbio
No turbio
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Cristalino-no
turbio
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados117
(a)
(b)
Figura 17. (a) Observación inicial de los teteros con los tres medios de cultivo (m-TGE,
Tioglicolato y TSB) luego de la filtración del Combustible Jet A1 (muestra 2, repetición 1) y
antes de someterlos al período de incubación. (b) Observación de los teteros con los tres
medios de cultivo (m-TGE, Tioglicolato y TSB) luego de la filtración del Combustible Jet A1
(muestra 2, repetición 1) y después de 7 días de incubación a 35 ± 2° C
(a)
(b)
Figura 18. (a) Observación inicial de los teteros con los tres medios de cultivo (m-TGE,
Tioglicolato y TSB) luego de la filtración del Combustible Jet A1 (muestra 4, repetición 1) y
antes de someterlos al período de incubación. (b) Observación de los teteros con los tres
medios de cultivo (m-TGE, Tioglicolato y TSB) luego de la filtración del Combustible Jet A1
(muestra 4, repetición 1) y después de 2 días de incubación a 35 ± 2° C
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados118
(a)
(b)
Figura 19. (a) Observación inicial de los teteros con los tres medios de cultivo (m-TGE,
Tioglicolato y TSB) luego de la filtración del Fluido de Corte y antes de someterlos al período
de incubación. (b) Observación de los teteros con los tres medios de cultivo (m-TGE,
Tioglicolato y TSB) luego de la filtración del Fluido de Corte y después de 2 días de
incubación a 35 ± 2° C
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados119
IV.1.2. DETERMINACIÓN DE PSEUDOMONAS AEROGINOSAS Y
HONGOS EN LAS MUESTRAS DE TURBO KEROSINAS Y FLUIDOS DE
CORTE, PRESENTES EN LOS CALDOS CONTAMINADOS (TURBIOS)
POR MEDIO DE REPIQUES
Tabla 13. Observaciones en la determinación de hongos en las muestras de Turbo
Kerosinas y Fluidos de Corte presentes en los Caldos por medio de repiques en Sabouraud
Dextrosa Agar
Tipo de
fluido
Jet A1
Muestra
2
Tiempo de
Repetición incubación
(horas)
1
120
m-TGE (1-2)
Tioglicolato (1-2)
TSB (1-2)
Sin crecimiento Sin crecimiento
Sin crecimiento
2
120
Sin crecimiento Sin crecimiento
Sin crecimiento
120
CrecimientoCrecimientocoloración
coloración blancablanca-presencia presencia de
de levaduras
levaduras
Crecimientocoloración
blanca-presencia
de levaduras
120
CrecimientoCrecimientocoloración
coloración blancablanca-presencia presencia de
de levaduras
levaduras
Crecimientocoloración
blanca-presencia
de levaduras
120
Crecimientopresencia de
levaduras
Crecimientopresencia de
levaduras
120
Crecimientopresencia de
levaduras
Crecimientopresencia de
levaduras
Crecimientopresencia de
hongo
filamentoso
Crecimientopresencia de
hongo
filamentoso
120
Sin crecimiento Sin crecimiento
1
Jet A1
4
2
1
Fluido de
Corte
Corte
2
Blanco
Blanco
Sabouraud Dextrosa Agar
------------
Sin crecimiento
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados120
(a)
(b)
(c)
Figura 20. Observaciones de las cápsulas de Petri con Sabouraud Dextrosa Agar luego del
repique del Combustible Jet A1 (muestra 2) en (a) Medio Tioglicolato, (b) Medio TSB y (c)
Medio m-TGE, una vez transcurrido los 5 días de incubación a 25 ± 2° C
(a)
(b)
(c)
Figura 21. Observaciones de las cápsulas de Petri con Sabouraud Dextrosa Agar luego del
repique del Combustible Jet A1 (muestra 4) en (a) Medio Tioglicolato, (b) Medio TSB y (c)
Medio m-TGE, una vez transcurrido los 5 días de incubación a 25 ± 2° C
(a)
(b)
(c)
Figura 22. Observaciones de las cápsulas de Petri con Sabouraud Dextrosa Agar luego del
repique del Fluido de Corte (muestra Corte) en (a) Medio Tioglicolato (b), Medio TSB y (c)
Medio m-TGE, una vez transcurrido los 5 días de incubación a 25 ± 2° C
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados121
Tabla 14. Observaciones en la determinación de Pseudomonas aeroginosas en las muestras
deTurbo Kerosinas y Fluidos de Corte presentes en los Caldos por medio de repiques en
Cetrimida Agar
Tiempo de
Tipo de
Muestra Repetición incubación
fluido
(horas)
1
Jet A1
2
2
96
96
96
1
Jet A1
4
96
2
96
1
Fluido de
Corte
Corte
96
2
Blanco
Blanco
------------
96
Cetrimida Agar
m-TGE (1-2)
Tioglicolato (1-2)
TSB (1-2)
Sin crecimiento Sin crecimiento
Sin
crecimiento
Sin crecimiento Sin crecimiento
Sin
crecimiento
Escaso
Escaso crecimiento- Escaso
crecimientocoloración blanca- crecimientocoloración
sin presencia de
coloración
blanca-sin
Pseudomonas
blanca-sin
presencia de
aeroginosas
presencia de
Pseudomonas
Pseudomonas
aeroginosas
aeroginosas
CrecimientoCrecimientoCrecimientocoloración
coloración blanca- coloración
blanca-sin
blanca-sin
sin presencia de
presencia de
Pseudomonas
presencia de
Pseudomonas
Pseudomonas aeroginosas
aeroginosas
aeroginosas
Crecimientoausencia de
Pseudomonas
aeroginosas
Crecimientoausencia de
Pseudomonas
aeroginosas
Crecimientoausencia de
Pseudomonas
aeroginosas
Crecimientoausencia de
Pseudomonas
aeroginosas
Sin crecimiento Sin crecimiento
Crecimientoausencia de
Pseudomonas
aeroginosas
Crecimientoausencia de
Pseudomonas
aeroginosas
Sin
crecimiento
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados122
(a)
(b)
(c)
Figura 23. Observaciones de las cápsulas de Petri con Cetrimida Agar luego del repique del
Combustible Jet A1 (muestra 2) en Medio Tioglicolato (a), Medio TSB (b) y Medio m-TGE (c),
una vez transcurrido los 4 días de incubación a 35 ± 2° C
(a)
(b)
(c)
Figura 24. Observaciones de las cápsulas de Petri con Cetrimida Agar luego del repique del
Combustible Jet A1 (muestra 4) en Medio Tioglicolato (a), Medio TSB (b) y Medio m-TGE (c),
una vez transcurrido los 4 días de incubación a 35 ± 2° C
(a)
(b)
(c)
Figura 25. Observaciones de las cápsulas de Petri con Cetrimida Agar luego del repique del
Fluido de Corte (muestra Corte) en Medio Tioglicolato (a), Medio TSB (b) y Medio m-TGE (c),
una vez transcurrido los 4 días de incubación a 35 ± 2° C
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados123
IV.1.3 RESULTADOS OBTENIDOS DE LA TINCIÓN DE GRAM PARA
VERIFICAR LA PRESENCIA O AUSENCIA DE PSEUDOMONAS
AEROGINOSAS EN LAS MUESTRAS DE TURBO KEROSINAS Y FLUIDOS
DE CORTE EN PLACAS CON CETRIMIDA AGAR CONTAMINADAS
Tabla 15. Observaciones de la Tinción de Gram en placas con Cetrimida Agar contaminadas
Tipo de
fluido
Muestra
Tiempo de
Repetición incubación
(horas)
m-TGE (1-2)
Presencia de
cocos-Gram
positivos
(coloración
violeta)
Tioglicolato (1-2)
TSB (1-2)
Presencia de cocos- Presencia de
Gram positivos
cocos-Gram
(coloración violeta) positivos
(coloración
violeta)
120
Presencia de
cocos-Gram
positivos
(coloración
violeta)
Presencia de cocos- Presencia de
Gram positivos
cocos-Gram
(coloración violeta) positivos
(coloración
violeta)
120
Presencia de
cocos-Gram
positivos
(coloración
violeta)
Presencia de
cocos-Gram
positivos
(coloración
violeta)
Presencia de cocos- Presencia de
Gram positivos
cocos-Gram
(coloración violeta) positivos
(coloración
violeta)
Presencia de cocos- Presencia de
cocos-Gram
Gram positivos
(coloración violeta) positivos
(coloración
violeta)
120
1
Jet A1
4
2
1
Fluido de
Corte
Corte
120
2
Tinción de Gram en placas con Cetrimida Agar
contaminadas
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados124
Figura 26. Tinción de Gram de la muestra 4 (Jet A1) en medio m-TGE 1 (repetición 1)
Figura 27. Tinción de Gram de la muestra Corte (Fluido de Corte) en Medio Tioglicolato 1
(repetición 1)
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados125
IV.1.4 DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE BACTERIAS SULFATOREDUCTORAS ANAEROBIAS EN LAS MUESTRAS DE TURBO
KEROSINAS Y EN FLUIDOS DE CORTE♣
Tabla 16. Observaciones en la determinación de la presencia de bacterias sulfato reductoras
anaerobias en turbo kerosinas y en fluidos de corte
Tipo de Fluido
Muestra
Tiempo de
incubación
(horas)
Repetición
Observaciones
2
504
1
Ausencia de precipitado
negro
504
2
Ausencia de precipitado
negro
504
1
Presencia de precipitado
negro
504
2
Presencia de precipitado
negro
504
1
Ausencia de precipitado
negro
504
2
Ausencia de precipitado
negro
504
1
Ausencia de precipitado
negro
504
2
Ausencia de precipitado
negro
504
1
Presencia de precipitado
negro
504
2
Presencia de precipitado
negro
504
1
Presencia de precipitado
negro
504
2
Presencia de precipitado
negro
Jet A1
4
Jet A1
7
Jet A1
8
Jet A1
Jet A1 en caldo
nutritivo
Jet A1 en caldo
nutritivo
Fluido de Corte
Venosoluble
AW
Blanco
♣
9
10
Corte
Blanco
504
1
504
2
504
Ausencia de precipitado
negro
Ausencia de precipitado
negro
Ausencia de precipitado
negro
Esta metodología, por ser de fácil experimentación y manipulación, fue directamente la
puesta en marcha del Kit microbiológico
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados126
(a)
(b)
Figura 28. (a) Observación inicial de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet A1
(muestra 2) en Medio Starkey por duplicado antes de someterlos al período de incubación;
(b) Observación de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet A1 (muestra 2) en
Medio Starkey por duplicado después de 21 días de incubación a temperatura ambiente
(a)
(b)
Figura 29. (a) Observación inicial de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet A1
(muestra 4) en Medio Starkey por duplicado antes de someterlos al período de incubación;
(b) Observación de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet A1 (muestra 4) en
Medio Starkey por duplicado después de 21 días de incubación a temperatura ambiente
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados127
(a)
(b)
Figura 30. (a) Observación inicial de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet A1
(muestra 7) en Medio Starkey por duplicado antes de someterlos al período de incubación;
(b) Observación de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet A1 (muestra 7) en
Medio Starkey por duplicado después de 21 días de incubación a temperatura ambiente
(a)
(b)
Figura 31. (a) Observación inicial de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet A1
(muestra 8) en Medio Starkey por duplicado antes de someterlos al período de incubación;
(b) Observación de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet A1 (muestra 8) en
Medio Starkey por duplicado después de 21 días de incubación a temperatura ambiente
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados128
(a)
(b)
Figura 32. (a) Observación inicial de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet A1
(muestra 9) en Medio Starkey por duplicado antes de someterlos al período de incubación;
(b) Observación de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet A1 (muestra 9) en
Medio Starkey por duplicado después de 21 días de incubación a temperatura ambiente
(a)
(b)
Figura 33. (a) Observación inicial de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet A1
(muestra 10) en Medio Starkey por duplicado antes de someterlos al período de incubación;
(b) Observación de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet A1 (muestra 10) en
Medio Starkey por duplicado después de 21 días de incubación a temperatura ambiente
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados129
(a)
(b)
Figura 34. (a) Observación inicial de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet A1
(muestra Corte) en Medio Starkey por duplicado antes de someterlos al período de
incubación; (b) Observación de los tubos de ensayo al vacío con Combustible Jet A1
(muestra Corte) en Medio Starkey por duplicado después de 21 días de incubación a
temperatura ambiente
(a)
(b)
Figura 35. (a) Observación inicial del tubo de ensayo al vacío con Medio Starkey (Blanco)
antes de someterlos al período de incubación; (b) Observación del tubo de ensayo al vacío
con Medio Starkey (Blanco) después de 21 días de incubación a temperatura ambiente
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados130
IV.1.5. RESULTADOS OBTENIDOS DE LA PUESTA EN MARCHA DEL KIT
MICROBIOLÓGICO (PROTOTIPO) PARA LA DETERMINACIÓN DE LA
PRESENCIA DE MICROORGANISMOS AEROBIOS MESÓFILOS EN LAS
MUESTRAS DE TURBO KEROSINAS Y FLUIDOS DE CORTE
Tabla 17. Observaciones de la puesta en marcha del kit microbiológico (prototipo) para la
determinación de la presencia de microorganismos aerobios mesófilos en las muestras de
Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte
Tipo de
fluido
Muestra
Repetición
Jet A1
2
1
2
Tiempo de
incubación
(horas)
168
168
48
1
Jet A1
4
48
2
48
1
Fluido
de
Corte
Corte
48
2
Blanco
48-168
Medios de Cultivo
m-TGE
No turbio
No turbio
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Turbio
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Cristalino-no
turbio
Tioglicolato
TSB
No turbio
No turbio
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
No turbio
No turbio
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Cristalino-no
turbio
Turbio con
precipitado
blanco (mal
olor)
Cristalino-no
turbio
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados131
(a)
(b)
Figura 36. (a) Observación inicial de los frascos con los tres medios de cultivo (m-TGE, TSB
y Tioglicolato) luego de la filtración del Combustible Jet A1 (muestra 2, repetición 1) y antes
de someterlos al período de incubación, haciendo uso del Kit microbiológico (prototipo). (b)
Observación inicial de los frascos con los tres medios de cultivo (m-TGE, Tioglicolato y TSB)
luego de la filtración del Combustible Jet A1 (muestra 2, repetición 1) y después de 7 días de
incubación a 35 ± 2° C, haciendo uso del Kit microbiológico (prototipo)
(a)
(b)
Figura 37. (a) Observación inicial de los frascos con los tres medios de cultivo (m-TGE, TSB
y Tioglicolato) luego de la filtración del Combustible Jet A1 (muestra 4, repetición 1) y antes
de someterlos al período de incubación, haciendo uso del Kit microbiológico (prototipo). (b)
Observación inicial de los frascos con los tres medios de cultivo (m-TGE, Tioglicolato y TSB)
luego de la filtración del Combustible Jet A1 (muestra 4, repetición 1) y después de 2 días de
incubación a 35 ± 2° C, haciendo uso del Kit microbiológico (prototipo)
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados132
(a)
(b)
Figura 38. (a) Observación inicial de los frascos con los tres medios de cultivo (TSB, m-TGE
y Tioglicolato) luego de la filtración del Fluido de Corte (muestra Corte, repetición 2) y antes
de someterlos al período de incubación, haciendo uso del Kit microbiológico (prototipo). (b)
Observación de los frascos con los tres medios de cultivo (m-TGE, Tioglicolato y TSB) luego
de la filtración del Fluido de Corte (muestra Corte, repetición 2) y después de 2 días de
incubación a 35 ± 2° C, haciendo uso del Kit microbiológico (prototipo)
Figura 39. Observación de los blanco con los tres medios de cultivo (m-TGE, TSB y
Tioglicolato) después de 7 días de incubación a 35 ± 2° C, haciendo uso del Kit
microbiológico (prototipo)
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados133
IV.1.6. COSTOS PRIMARIOS ASOCIADOS A LA DETERMINACIÓN DE
MICROORGANISMOS AEROBIOS MESÓFILOS EN LAS MUESTRAS DE
TURBO KEROSINAS Y FLUIDOS DE CORTE (AÑO 2005)
COSTOS POR ANÁLISIS (DUPLICADO + BLANCO)
Tabla 18. Costos por análisis de Reactivos, Materiales y mano de obra en la determinación
de microorganismos aerobios mesófilos en Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte
Reactivos
M-Tryptone Glucose
Extract Broth (MTGE)
Fluid Thioglucollate
Medium
Tryptone Soya Broth
Triton X-100
Cloruro de Sodio
Alcohol Isopropílico 70%
Hidróxido de Amonio al
25 %
Cantidad por
envase
Costo del
Cantidad del
reactivo por
reactivo utilizado
envase ( Bs)
Costo del
reactivo
utilizado (Bs)
500 g
140360,00
7,20 g
2021,18
500 g
500 g
3785 ml
500 g
120 ml
82800,00
78430,00
251100,00
250,00
767,05
11,90 g
12,00 g
0,40ml
1,28g
120,00 ml
1970,64
2622,00
26,50
0,64
767,05
2500 ml
50600,00
4,00 ml
Subtotal
80,96
7408,05
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados134
Materiales
Cantidad del
material
comprado
Membranas de
filtración Millipore
(blanca) 47 mm de 100 unidades
díametro y 0,45 Mm
por poro
Papel Aluminio
1 unidad (7 m)
1 unidad
Pabilo
(500m)
1 unidad (2
Papel Kraft
m*10 m)
1 Unidad (100
Motas de algodón
motas)
1 Unidad (2
Gasa estéril
retazos)
1 Unidad (850
Detergente
ml)
1 Unidad (2000
Cloro
ml)
1 Unidad (50
Fósforos
cerillos)
1 Unidad (1 par
Guantes estériles
de guantes)
1 Unidad (5
Mascarilla
máscaras)
Toallas de papel
1 Unidad (100
absorbente
toallas)
Costo del
material (Bs)
Cantidad del
material
utilizado
Costo del material
utilizado (Bs)
139151,15
3 membranas
4174,53
1950,00
20 cm = 0,2000 m
55,71
650,00
2.0000 m
2,60
1500,00
0,2000 m*2 m
30,00
1928,55
30 motas
578,57
454,00
5 retazos
1135,00
3105,00
10 ml
36,53
1639,90
10 ml
8,20
200,00
2 cerillos
8,00
1852,65
2 pares
3705,30
3188,95
2 máscarillas
1275,58
1500,00
10 toallas
150,00
Subtotal
Tiempo
consumido
(horas)
Mano de Obra
Analista de laboratorio 5 horas – hombre
Directa
(2 analistas)
Analista de laboratorio
Supervisor del laboratorio 5 horas - hombre
Miembros
♠
11160,02
Sueldo por
hora (Bs)
Sueldo por
análisis (Bs)
3129,86
3129,86
3129,86
15649,31
15649,31
15649,31
Subtotal
46947,92
TOTAL
65515,99 Bs
34,12$(
Tasa de cambio actual: 1$ = 1920 Bs (Febrero-2005)
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados135
IV.1.7 COSTOS PRIMARIOS ASOCIADOS A LA DETERMINACIÓN
PSEUDOMONAS AEROGINOSAS Y HONGOS EN LAS MUESTRAS DE
TURBO KEROSINAS Y FLUIDOS DE CORTE (año 2005)
COSTOS POR ANÁLISIS (DUPLICADO + BLANCO)
Tabla 19. Costos por análisis de Reactivos, Materiales y mano de obra en la determinación
de Pseudomonas Aeroginosas y hongos en Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte
Reactivos
M-Tryptone Glucose Extract
Broth (MTGE)
Fluid Thioglucollate Medium
Tryptone Soya Broth
Triton X-100
Cloruro de Sodio
Alcohol Isopropílico 70%
Hidróxido de Amonio al 25 %
Cetrimida Agar
Sabouraud Dextrosa Agar
Violeta Cristal
Safranina
Azul de metileno
Glicerol o glicerina 99,5 %
pureza
Costo del Cantidad del Costo del
Cantidad
reactivo por
reactivo
reactivo
por envase
envase ( Bs) utilizado
utilizado
(Bs)
500 g
500 g
500 g
3785 ml
500 g
120 ml
2500 ml
500 g
500 g
25 g
25 g
25 g
140360,0000
82800,0000
78430,0000
251100,0000
250,0000
767,0500
50600,0000
149500,0000
156492,0000
86250,0000
118650,1000
55200,0000
7,20
11,90 g
12,00 g
0,40 ml
1,28
120,00ml
4,00 ml
9,06 g
13,00 g
0,05 g
0,025 g
0,10 g
2021,18
1970,64
2622,00
26,54
0,64
767,05
80,96
2708,94
4068,79
172,50
118,65
220,80
1000 ml
Subtotal
20815,0000
2,00 ml
41,63
14820,32
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados136
Materiales
Membranas de
filtración Millipore
(blanca) 25 mm de
díametro y 0,47 Mm
por poro
Papel Aluminio
Pabilo
Papel Kraft
Motas de algodón
Gasa estéril
Detergente
Cloro
Fósforos
Guantes estériles
Mascarilla
Toallas de papel
absorbente
Costo del
material (Bs)
100 unidades
139151,15
3 membranas
4174,53
1 unidad (7 m)
1 unidad (500m)
1 unidad (2 m*10 m)
1 Unidad (100 motas)
1 Unidad (2 retazos)
1 Unidad (850 ml)
1 Unidad (2000 ml)
1 Unidad (50 cerillos)
1 Unidad (1 par de
guantes)
1 Unidad (5 máscaras)
1950,00
650,00
1500,00
1928,55
454,00
3105,00
1639,90
200,00
100 cm = 1 m
4m
1m
40 motas
7 retazos
20 ml
20 ml
2 cerillos
278,57
5,20
150,00
771,42
1589,00
73,06
16,40
8,00
1852,65
3188,95
2 pares
2 mascarillas
3705,30
1275,58
1 Unidad (100 toallas)
Subtotal
1500,00
10 toallas
150,00
Miembros
Mano de Obra Directa
Analista de
laboratorio
Analista de
laboratorio
Supervisor del
laboratorio
12197,06
Tiempo
consumido
(horas)
8 horas - 2 hombre
(2 analistas)
8 horas - 1 hombre
Subtotal
TOTAL
♠
Cantidad del
Costo del material
material
utilizado (Bs)
utilizado
Cantidad del material
comprado
Tasa de cambio actual: 1$ = 1920 Bs (Febrero-2005)
Sueldo por
hora (Bs)
Sueldo por
análisis (Bs)
3129,86
25038,89
3129,86
25038,89
3129,86
25038,89
75116,67
102134,50Bs
53,20$(
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados137
IV.1.8. COSTOS PRIMARIOS ASOCIADOS A LA DETERMINACIÓN DE
BACTERIAS SULFATO-REDUCTORAS EN LAS MUESTRAS DE TURBO
KEROSINAS Y FLUIDOS DE CORTE A NIVEL DE LABORATORIO (año
2005)
COSTOS POR CADA ANÁLISIS (DUPLICADO + BLANCO)
Tabla 20. Costos por análisis de Reactivos, Materiales y mano de obra en la determinación
de Bacterias sulfato-reductoras en Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte
Reactivos
Lactato de sodio al 50 %
Cloruro de amonio p.a
Potasio fosfato dibásico
p.a
Sulfato de magnesio
extra puro
Sulfato de sodio extra
puro
Alcohol Isopropílico 70%
Cloruro de calcio
dihidratado al 95 %
Ácido tioglicólico al 80 %
Amonio (II) sulfato
hexahidratado (sal de
MOHR) p.a
Cloruro de magnesio p.a
Potasio fosfato
monobásico p.a
Hidróxido de sódio p.a
Subtotal
1000 ml
500 g
Costo del
reactivo por
envase ( Bs)
120750,00
48300,00
1000 g
Cantidad por
envase
Cantidad del Costo del reactivo
reactivo utilizado utilizado (Bs)
5,55 ml
1,00 g
670,16
96,60
66700,00
0,50 g
33,35
1000 g
76475,00
2,03 g
155,12
1000 g
37375,00
0,50 g
18,69
120 ml
767,05
120,00 ml
767,05
1000 g
89700,00
0,10 g
8,97
500 ml
152490,00
0,10 ml
30,50
500 g
56350,00
0,0010 g
0,11
1000 g
80500,00
1,90 g
152,95
1000 g
82800,00
6,80 g
563,04
1000 g
36800,00
20,00 g
736,00
3232,54
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados138
Cantidad del
Costo del
material
material (Bs)
comprado
Jeringas estériles de 1 unidad
893,75
10 ml
(1 jeringa)
Jeringas estériles de 1 unidad
390,00
5 ml
(1 jeringa)
1 unidad
1950,00
Papel Aluminio
(7 m)
1 unidad
Pabilo
650,00
(500m)
1 Unidad
Motas de algodón
1928,55
(100 motas)
1 Unidad
Gasa estéril
454,00
(2 retazos)
1 Unidad
3105,00
Detergente
(850 ml)
1 Unidad
Cloro
1639,90
(2000 ml)
1 Unidad
Guantes estériles
(1 par de
1852,65
guantes)
1 Unidad
Mascarilla
3188,95
(5 máscaras)
Toallas de papel
1 Unidad
1500,00
absorbente
(100 toallas)
Tubos de ensayo
1 Unidad
32154,00
estéril al vacío
(100 tubos)
descartables (11 ml)
Subtotal
Materiales
Miembros
Mano de Obra
Directa
♠
Analista de
laboratorio
Analista de
laboratorio
Supervisor del
laboratorio
Cantidad del
material
utilizado
Costo del material
utilizado (Bs)
3 jeringas
2681,25
2 jeringas
780,00
50 cm = 0,5 m
139,29
0,5 m
0,65
10 motas
192,86
1 retazos
227,00
10 ml
36,53
10 ml
8,20
2 pares
3705,30
2 máscarillas
1275,58
10 toallas
150,00
3 tubos
964,62
Tiempo consumido
(horas)
4 horas - hombre
(2 analistas)
4 horas-1 hombre
8416,65
Sueldo por
hora (Bs)
Sueldo por análisis
(Bs)
3129,86
12519,44
3129,86
12519,44
3129,86
12519,44
Subtotal
37558,32
TOTAL
49207,51 Bs
25,63 $(
Tasa de cambio actual: 1$ = 1920 Bs (Febrero-2005)
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados139
IV.1.9. COSTOS PRIMARIOS ASOCIADOS AL KIT MICROBIOLÓGICO
(PROTOTIPO) PARA LA DETERMINACIÓN DE MICROORGANISMOS
AEROBIOS MESÓFILOS EN LAS MUESTRAS DE TURBO KEROSINAS Y
FLUIDOS DE CORTE (año 2005)
Tabla 21. Costos por análisis de Reactivos, Materiales y mano de obra del Kit Microbiológico
para la determinación de microorganismos aerobios mesófilos en Turbo Kerosinas y Fluidos
de Corte
Reactivos
M-Tryptone Glucose
Extract Broth (MTGE)
Fluid Thioglucollate
Medium
Tryptone Soya Broth
(TSB)
Triton X-100
Cloruro de Sodio
Hidróxido de Amonio al
25 %
Cantidad por
envase
Costo del
reactivo por
envase ( Bs)
Cantidad del
reactivo utilizado
Costo del
reactivo
utilizado
(Bs)
500 g
140360,00
0,90 g
252,65
500 g
82800,00
1,49 g
246,33
500 g
3785 ml
500 g
78430,00
251100,00
250,00
1,50 g
0,05 ml
0,085 g
235,29
3,32
0,04
2500 ml
50600,00
Subtotal
0,30 m
6,07
743,70
Materiales
9 envases de plástico transparente con capacidad de 20 cc (con
rosca esterilizables)
3 tubos de ensayo de 9 cc
3 envases de plástico con capacidad de 11 cc (con rosca
esterilizables)
3 cm = 0,03 m de papel de aluminio
3 Membranas Millipore de 25 mm de diámetro y 0,45 micrones por
poro
1 Jeringa modificada estéril de 100 cc (equipo de filtración)
(resistente al autoclave)
Tijera metálica
Pinza metálica
3 Jeringas estériles desechables de 20 cc
6 Guantes estériles
1 Mechero portátil de alcohol
1 Botella con 120 cc de alcohol isopropílico al 70 % v/v
1 Paquete de algodón (25 g)
1 Mascarilla
1 Frasco de plástico recolector del fluido filtrado
Costos de los
materiales (Bs)
5175,00
5126,70
931,50
8,36
4364,28
25000,00
3563,85
3500,00
557,75
11115,90
17710,00
767,05
669,30
637,79
235,75
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados140
3 Envases de 500 cc de vidrio (cara interna estéril) utilizados para
las tomas de muestras
Caja de fósforos
Detergente líquido
Subtotal
Tiempo
Sueldo por
consumido
hora (Bs)
(horas)
Mano de Obra
Analista de laboratorio 2 horas - hombre 3129,8600
Directa
(2 analistas)
Analista de laboratorio
3129,8600
Supervisor del laboratorio 2 horas - hombre 3129,8600
Subtotal
Miembros
TOTAL
3000,00
200,00
18,26
82581,50
Sueldo por
análisis (Bs)
6259,72
6259,72
6259,72
18779,17
157504,37 Bs
82,03$
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados141
IV.1.10 COSTOS PRIMARIOS ASOCIADOS AL KIT (PROTOTIPO) PARA LA
DETERMINACIÓN DE BACTERIAS SULFATO-REDUCTORAS EN LAS
MUESTRAS DE TURBOKEROSINAS Y FLUIDOS DE CORTE (año 2005)
COSTOS PARA 5 ANÁLISIS
Tabla 22. Costos de Reactivos, Materiales y mano de obra, para 5 análisis, del Kit
Microbiológico (Prototipo) para la determinación de bacterias sulfato-reductoras en Turbo
Kerosinas y Fluidos de Corte
Reactivos
Lactato de sodio al
50 %
Cloruro de amonio
p.a
Potasio fosfato
dibásico p.a
Sulfato de
magnesio extra
puro
Sulfato de sodio
extra puro
Alcohol Isopropílico
70%
Cloruro de calcio
dihidratado al 95 %
Ácido tioglicólico al
80 %
Amonio (II) sulfato
hexahidratado (sal
de MOHR) p.a
Cloruro de
magnesio p.a
Potasio fosfato
monobásico p.a
Hidróxido de sódio
p.a
Cantidad por
envase
Costo del
reactivo por
envase ( Bs)
Cantidad del
reactivo
utilizado
Costo del reactivo
utilizado (Bs)
1000 ml
120750,00
5,55 ml
670,16
500 g
48300,00
1,00 g
96,60
1000 g
66700,00
0,50 g
33,35
1000 g
76475,00
2,029 g
155,12
1000 g
37375,00
0,50 g
18,69
120 ml
767,05
120,00 ml
767,05
1000 g
89700,00
0,10 g
8,97
500 ml
152490,00
0,10 ml
30,50
500 g
56350,00
0,0010 g
0,11
1000 g
80500,00
1,90 g
152,95
1000 g
82800,00
6,80g
563,04
1000 g
36800,00
20,00 g
736,00
Subtotal
3232,54
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados142
Materiales
Cantidad del
Costo del
Cantidad del
material comprado material (Bs) material utilizado
Jeringas estériles de 10
1 unidad (1 jeringa)
ml
Jeringas estériles de 5
1 unidad (1 jeringa)
ml
Papel Aluminio
1 unidad (7 m)
Pabilo
1 unidad (500m)
Motas de algodón
1 Unidad (100 motas)
Gasa estéril
1 Unidad (2 retazos)
Detergente
1 Unidad (850 ml)
Cloro
1 Unidad (2000 ml)
1 Unidad (1 par de
Guantes estériles
guantes)
1 Unidad
Mascarilla
(5 máscaras)
Toallas de papel
1 Unidad (100
absorbente
toallas)
Tubos de ensayo estéril al vacío descartables
(11 ml)
1 Unidad (100 tubos)
Subtotal
893,75
5 jeringas
4468,75
390,00
5 jeringas
1950,00
1950,00
650,00
1928,55
454,00
3105,00
1639,90
50 cm = 0,50 m
0,5 m
10 motas
1 retazos
10 ml
10 ml
139,29
0,65
192,86
227,00
36,53
8,20
1852,65
6 pares
11115,90
3188,95
1 máscarillas
637,79
1500,00
10 toallas
150,00
32154,00
5 tubos
1607,70
Tiempo consumido Sueldo por hora
(horas)
(Bs)
Analista de laboratorio 4 horas - 2 hombre (2
3129,86
Mano de
Obra Directa Analista de laboratorio
analistas)
3129,86
Supervisor del
4 horas-1 hombre
3129,86
laboratorio
Subtotal
Miembros
TOTAL
Costo del
material
utilizado (Bs)
16976,96
Sueldo por
análisis (Bs)
12519,44
12519,44
12519,44
37558,33
57767,83 Bs
30,09$
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados143
IV.2 ANÁLISIS DE RESULTADOS
IV.2.1. ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS EN LA
DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE MICROORGANISMOS
AEROBIOS MESÓFILOS EN LAS MUESTRAS DE TURBO KEROSINAS Y
FLUIDOS DE CORTE
En la realización de este análisis se pudo observar que dos de las tres
muestras estudiadas estaban contaminadas con microorganismos aerobios
mesófilos (Ver Tabla 12), específicamente el Turbo Combustible Jet A1
(muestra 4) resultó contaminado debido a que los tres caldos empleados
presentaron enturbiamiento, mostrándose el mismo hecho en la muestra de
Fluido de Corte. Por el contrario, el Turbo Combustible Jet A1 (muestra 2) no
resultó contaminado, puesto que no se observó enturbiamiento de los caldos
utilizados.
En cuanto al Jet A1 (muestra 2), la observación de los caldos se realizó
diariamente, notándose que, al cabo de los 7 días (período máximo de
incubación) no había ningún cambio de color en los caldos que indicara
contaminación microbiana (Ver Figura 20).
Esta presumible ausencia de
contaminación microbiológica se puede atribuir a un mantenimiento
adecuado por parte del personal encargado de ello, especialmente por el
drenado del tanque regularmente; este hecho se pudo evidenciar durante la
fase de toma de muestra en la cual no se observó la presencia de agua al ser
drenado el combustible, medio donde se suelen alojar y desarrollar los
microorganismos.
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados144
En los caldos de cultivo de la muestra 4 (Jet A1) se percibió enturbiamiento al
segundo día del período de incubación, hecho que sugirió la contaminación
microbiana de dicha muestra. (Ver Figura 21). Esto se evidenció por la
presencia de una película y de un precipitado blanco en los tres medios de
cultivo utilizados, percibiéndose, además, un olor desagradable. En cierta
forma, estos eran los resultados esperados debido a que la muestra
presentaba una interfase (agua/combustible), fácilmente apreciable, con
presencia de limo y partículas sólidas, siendo éstas condiciones muy
favorables para el crecimiento y desarrollo de microorganismos. Resulta
importante tomar en consideración que la muestra fue tomada de una
aeronave inoperativa, en el Aeropuerto La Carlota, facilitando, con esto, el
desarrollo microbiano. Ésta podría ser una de las posibles causas de las
picaduras observadas en las paredes del tanque, ya que, algunos subproductos del metabolismo (metabolitos) de los microorganismos aerobios
están constituidos por ácidos, compuestos de azufre y dióxido de carbono los
cuales atacan de forma directa los materiales que componen el tanque. Este
resultó ser un claro ejemplo de corrosión inducida por microorganismos.
Es importante destacar que el tanque de almacenamiento, del cual se surtió y
se surte de combustible esta aeronave, es del tipo subterráneo, lo cual
dificulta el mantenimiento y limpieza del mismo, dándose las condiciones
necesarias para la aparición de actividad microbiana.
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados145
Del mismo modo, al analizar el Fluido de Corte, se observó un cambio de
coloración en los tres medios de cultivo, con la presencia de un precipitado
blanco, olor desagradable y enturbiamiento que fue detectado al segundo día
del período de incubación (Ver Figura 22). Es importante acotar que el fluido
en evaluación es del tipo emulsión de 5% Aceite Venosoluble y el resto de
agua, de acuerdo a la formulación del fabricante.
Como ya es sabido, el agua es uno de los factores principales que propician
el crecimiento de microorganismos en fluidos de corte, los cuales degradan el
fluido ocasionando un déficit
en el rendimiento de sus funciones de
lubricación o refrigeración, según sea el caso; esto trae como consecuencia
directa el desgaste de las piezas metálicas, unido a la formación de biomasa
y biopelículas que se adhieren a las paredes de la tubería causando
disminución del diámetro, afectando el caudal del fluido y en los peor de los
casos obstrucción.
En esta prueba se utilizaron tres medios de cultivo diferentes con la finalidad
de abarcar un mayor rango de microorganismos aerobios que pudiesen estar
presentes en los fluidos estudiados. Esto se debe a que los tres medios de
cultivo varían en su composición, dando, así, mayores opciones de nutrientes
a los microorganismos que necesiten de uno u otro compuesto para su
crecimiento y desarrollo (Ver Anexo D). Cada uno de estos medios son
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados146
productos comerciales, científicamente probados, cuyas composiciones
permiten el desarrollo de una amplia variedad de microorganismos aerobios.
IV.2.2. ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS EN LA
DETERMINACIÓN DE PSEUDOMONAS AEROGINOSAS Y HONGOS EN
LAS MUESTRAS DE TURBO KEROSINAS Y FLUIDOS DE CORTE,
PRESENTES EN LOS CALDOS CONTAMINADOS (TURBIOS) POR MEDIO
DE REPIQUES
En las placas con Cetrimide Agar (medio selectivo para Pseudomonas
aeroginosas) se observó crecimiento de microorganismos evidenciado por la
presencia de una coloración blanca en la mayoría de las ellas (Ver Tabla 14),
lo cual sugirió la ausencia de Pseudomonas aeroginosas, ya que estos
microorganismos
son
fácilmente
distinguibles
macroscópicamente,
manifestándose con una coloración verde-amarillenta cuando son expuestas
al Cetrimide Agar. Este agar estimula la producción de fluoresceina y
pioscianina, compuestos responsables de la pigmentación de estas
bacterias.
Específicamente, en las placas en las cuales se realizó el repique de la
muestra 2 (Jet Fuel), no se encontró indicio alguno de crecimiento de
microorganismos, ya que, las placas, al cabo de 4 días no mostraban un
cambio apreciable (Ver Figura 26), lo cual indica la ausencia de
Pseudomonas aeroginosas. Cabe destacar, que a pesar que los medios
líquidos no presentaban enturbiamiento (razón por la cual se debería
desechar la necesidad de realizar repiques), se decidió hacer repiques a esta
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados147
muestra sólo a manera de control de la metodología aplicada. De la misma
forma, se realizó con los blancos.
En las placas de la muestra 4 (Jet Fuel), se observó un escaso crecimiento
de microorganismos en los repiques de los tres medios de cultivo líquido
utilizados al cabo de 2 días, evidenciado por la presencia de pequeños
puntos blancos de aspecto viscoso (Ver Figura 27); estos resultados
descartaron la hipótesis de posible presencia de Pseudomonas aeroginosas
en el combustible. Una de las posibles causas por la cual no se encontraron
este tipo de bacterias en el fluido, es el uso de Biobor JF por parte del
personal encargado del mantenimiento del combustible. Éste es un biocida
especialmente formulado para inhibir el crecimiento de Pseudomonas
aeroginosas y Cladosporium resinae, por lo tanto, el crecimiento observado
debe corresponder a otro tipo de microorganismo a cuya identificación
escapa de los límites de este trabajo.
En los repiques de la muestra del Fluido de Corte se observó crecimiento de
microorganismos de coloración blanca y aspecto viscoso, descartándose, por
razones
explicadas
anteriormente,
aeroginosas (Ver Figura 28).
la
existencia
de
Pseudomonas
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados148
Se seleccionó el Cetrimide Agar debido a que es un medio selectivo al
microorganismo a analizar (Pseudomonas aeroginosas), además de ser un
producto comercial y científicamente probado.
En las placas con Sabouraud Dextrosa Agar (medio selectivo para hongos)
se determinó que, en el repique de la muestra 2, no hubo crecimiento de
microorganismos en los medios líquidos empleados, por lo tanto, se puede
inferir que en esta muestra no hay presencia de hongos. (Ver Figura 23).
En los repiques de la muestra 4 (Jet Fuel), se observó la presencia de
superficies lisas, de coloración blanca y aspecto seco (costras blancas) en
los tres medios líquidos utilizados (Ver Figura 24); este crecimiento responde
claramente a la forma macroscópica de las levaduras. Adicionalmente, en las
placas con los repiques de los medios líquidos m-TGE y Tioglicolato, se
observó un crecimiento de microorganismos de coloración blanca y aspecto
cremoso que podría estar asociado a un crecimiento bacteriano o a un
desarrollo de hongos. La presencia de hongos en este tipo de muestra se
debe, posiblemente, a que éstos crecen en ambientes ácidos, es decir, con
un pH<7, condición que se pudiese encontrar en el combustible debido a que
los productos de metabolismo de los microorganismos suelen ser ácidos,
además este fluido presentaba una interfase agua/combustible favorable
para su crecimiento.
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados149
En cuanto a los repiques del Fluido de Corte, se observó que en todas las
placas presentaban crecimiento de microorganismos. En el repique de los
medios
Tioglicolato
y
m-TGE,
se
pudo
apreciar
la
presencia
de
microorganismos de aspecto cremoso y de coloración blanca (posiblemente
presencia de levaduras), y también se apreció en el repique del medio TSB,
aunque en menor escala y acompañada con la presencia de un hongo
filamentoso, fácilmente detectable a simple vista (Ver Figura 25).
La selección del Sabouraud Dextrosa Agar en este estudio se debió a que es
un medio selectivo a hongos, debido a que su pH ácido (5.6) inhibe
parcialmente el crecimiento de bacterias, además de ser un producto
comercial y científicamente probado.
IV.2.3 ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS DE LA TINCIÓN DE
GRAM PARA VERICAR LA PRESENCIA O AUSENCIA DE
PSEUDOMONAS AEROGINOSAS EN LAS MUESTRAS DE TURBO
KEROSINAS Y FLUIDOS DE CORTE EN PLACAS CON CETRIMIDA AGAR
CONTAMINADAS
A pesar que ninguna de las cápsulas de Petri con Cetrimide Agar
presentaban crecimiento de Pseudomonas aeroginosas, debido a la ausencia
de una coloración verdosa, se llevó a cabo un análisis microscópico para
confirmar su ausencia, para ello se realizaron tinciones de Gram en aquellas
placas que presentaban crecimiento (placas correspondiente a las muestras
4 y Corte), observándose una coloración violeta que refleja la presencia de
cocos (Gram positivos) (Ver Figura 29 y 30). La ausencia de una coloración
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados150
rosada confirma que las muestras no contenían Pseudomonas aeroginosas
que se caracterizan por ser bacilos, Gram negativos.
IV.2.4 ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS EN LA
DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE BACTERIAS SULFATO
REDUCTORAS ANAEROBIAS EN LAS MUESTRAS DE TURBO
KEROSINAS Y FLUIDOS DE CORTE
En la realización de este análisis se pudo observar que las muestras 4, 9 y
10 (Jet Fuel) resultaron contaminadas con bacterias sulfato-reductoras
anaerobias, utilizando el Medio Starkey (Ver Tabla 16), lo cual se evidenció
por la presencia de un precipitado negro; y las muestras 2, 7, 8 (Jet Fuel) y
Corte no resultaron contaminadas, ya que no se observaron cambios durante
la observación a lo largo de 21 días (período máximo de incubación) (Ver
Figura 31, 33, 34 y 37).
Es importante resaltar que las bacterias sulfato-reductoras crecen en la
interfase agua/fluido hidrocarbonado derivado del petróleo, es por ello, que
en las muestras 2, 7 y 8 no hubo crecimiento anaeróbico debido a la
ausencia de esta interfase. En cuanto al Fluido de Corte, aún y cuando se
está en presencia de un medio acuoso, no se observó crecimiento de
bacterias sulfato-reductoras (Ver Figura 37); esto pudo deberse a una posible
aireación del fluido lo cual impidió el desarrollo de éstas, puesto que, las
bacterias sulfato-reductoras necesitan un medio muy reductor y mueren en
presencia de oxígeno porque son incapaces de eliminar productos tóxicos
provenientes de su metabolismo con el oxígeno como: peróxido de
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados151
Hidrógeno (H2O2), superperóxidos (O2-) y radicales de hidroxilos (OH-). Los
aerobios contienen una enzima que descompone estos productos tóxicos, los
cuales no poseen los anaerobios, tal como se presentan en las siguientes
reacciones:
O2 + e-
→
2O2-(Superperóxido)
O2- + 2H+
→
H2O2 (Peróxido de Hidrógeno)
H2O2 + e-
→
H2O + OH- (Radical hidroxilo) ♣
En cuanto a las muestras 4, 9 y 10, se evidenció la presencia de un
precipitado negro. En la muestra 4 se apreció este precipitado al cabo de 16
días, lo que demuestra la presencia de bacterias sulfato-reductoras
anaeróbicas (Ver Figura 32). Este precipitado negro se debe a la formación
del H2S (producto de metabolismo de las bacterias sulfato-reductoras), el
cual reacciona con el Hierro (Fe+2) presente en el Medio, como Sulfato
Ferroso de Amonio ((NH4)2SO4.FeSO4.6H2O) dando lugar a la formación de
sulfuro de hierro II (FeS) cuya coloración es negra.
♣
Fuente:S/A;S/F; “Crecimiento Microbiano”. S/L. (2005). Disponible en:
http://docencia.uda.edu.co/bacteriologia/MicrobiologiaAmbiental/microbiologia_2.pdf
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados152
El H2S, producto del metabolismo de las bacterias sulfato-reductoras, se
forma a partir del Lactato de Sodio y las Sales de Sulfato, tal como se
muestra en la siguiente reacción:
2 CH3HOCHCOO- + SO4=
→
2CH3COO- + H2S + 2 HCO3-
♥
Luego, el H2S metabolizado por las bacterias sulfato-reductoras, reacciona
con el Hierro presente en el medio, formando un precipitado negro
correspondiente al FeS, según lo muestra la reacción siguiente:
Fe+2 + H2S
→
FeS + 2H+
La presencia de este tipo de bacterias en la muestra 4, posiblemente, se
deba a que el avión, de cuyo tanque se tomó la muestra, estaba inoperativo,
lo cual debe haber favorecido el crecimiento de bacterias sulfato-reductoras
unido a la presencia de limo (producto del metabolismo de microorganismos
aerobios) que propicia un ambiente anóxico, obstaculizando el paso del
oxígeno hacia el fondo del tanque.
Como ya se mencionó anteriormente, las bacterias sulfato-reductoras crecen
en ambientes acuosos libres de oxígeno; condición que se daba en la
muestra 4, ya que ésta presentaba una interfase combustible/agua fácilmente
distinguible.
♥
Fuente: S/A; S/F; (2002). “Activity and Diversity of Sulfate-Reducing Bacteria in a
Petroleum
Hydrocarbon-Contaminated Aquifer”. (2005). Disponible en:
http://ccee.oregonstate.edu/research/grl/push-pull/pdf/kleikemper_et_al2002.pdf
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados153
En cuanto a las muestras 9 y 10, éstas fueron incluidas en el análisis con el
objetivo de disponer de un patrón con el cual se pudiese comparar los
resultados a obtener por la presencia de bacterias sulfato-reductoras. Estas
muestras, antes de analizarlas, se conocía que contenían estas bacterias,
porque fueron suministradas por personal especializado que previamente
habían inoculado bacterias sulfato-reductoras en ellas. Al aplicar la
metodología de análisis a estas muestras, se obtuvo como resultado la
aparición de un precipitado negro, tal como era de esperarse, al cabo de 15 y
16 días para las muestras 9 y 10 respectivamente (Ver Figura 35 y 36).
IV.2.5. ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS DE LA PUESTA EN
MARCHA DEL KIT MICROBIOLÓGICO (PROTOTIPO) PARA LA
DETERMINACIÓN DE LA PRESENCIA DE MICROORGANISMOS
AEROBIOS MESÓFILOS EN LAS MUESTRAS DE TURBO KEROSINAS Y
FLUIDOS DE CORTE
En este estudio se diseñó y elaboró un Kit microbiológico prototipo, a
pequeña escala y para que fuese de fácil manipulación, fundamentado en la
misma metodología empleada a nivel de laboratorio para determinar la
presencia de microorganismos aerobios mesófilos, es decir, que se llevó a
cabo de forma paralela y en condiciones similares a los estudios realizados
en el laboratorio. De hecho, las muestras 4 y Corte resultaron positivas a la
presencia de microorganismos aerobios mesófilos en la puesta en marcha
del kit microbiológico, así como a nivel de laboratorio (Ver Figura 40 y Figura
41). De la misma forma, la muestra 2, no resultó contaminada en la puesta
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados154
en marcha del kit microbiológico prototipo ni en la aplicación a nivel de
laboratorio. (Ver Figura 39 y Tablas 13, 18)
IV.2.6 ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS OBTENIDOS DE LOS DE
COSTOS ASOCIADOS A LOS ESTUDIOS REALIZADOS
Una vez conocido cuáles son los materiales, equipos y reactivos utilizados en
cada una de las metodologías, se procedió a realizar un estudio de los costos
asociados a cada análisis llevados a cabo a nivel de laboratorio, así como
también, de los “Kits (prototipo) microbiológicos” preparados.
Debido a que actualmente en Venezuela no se llevan a cabo análisis
microbiológicos en fluidos hidrocarbonados derivados del petróleo, ni se
producen ni comercializan kits que permitan detectar actividad microbiana en
dichos fluidos, se decidió realizar una comparación directa de los costos de
los análisis y kits microbiológicos (prototipos) desarrollados en el presente
trabajo, con los precios ofrecidos por Laboratorios BIOSAN (un prestigioso
Laboratorio ubicado en Michigan, Estados Unidos) con la finalidad de
conocer si los kits y análisis realizados se encuentran dentro de un rango
económicamente aceptable.
A continuación se muestra una tabla comparativa de los costos asociados a
los análisis desarrollados en el presente trabajo con los precios ofrecidos por
Laboratorios BIOSAN (Ver Tabla 23).
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados155
Tabla 23. Tabla comparativa que incluye los precios ofrecidos por Laboratorios BIOSAN y
los costos asociados a la metodología desarrollada en el presente trabajo (en $) para los
diferentes estudios realizados
Precio ofrecido por
Labotatorios
BIOSAN ($)
Costos asociados a
la metodología
desarrollada en el
presente trabajo
(Tesis) ($)
Comparación
relativa
porcentual
entre los
precios
BIOSAN vs.
Tesis (%)
45,35
34,12
32,91
Determinación
de
la
presencia
de
Pseudomonas y Hongos
a nivel de Laboratorio
86,75
53,20
63,06
Determinación
de
Bacterias
sulfatoreductoras a nivel de
Laboratorio
38,50
25,63
50,21
Kit Microbiológico para la
determinación
de
microorganismos
aerobios
(incluye
incubadora portátil)
376,75
82,03
359,28
Kit Microbiológico para la
determinación
de
bacterias
sulfatoreductoras
(incluye
incubadora portátil)
55,75
30,09
85,28
Tipo de Análisis
Determinación
de
presencia
microorganismos
aerobios a nivel
Laboratorio
la
de
de
En los datos de la tabla anterior (Tabla 24) se puede observar que los costos
primarios asociados a las metodologías llevadas a cabo en el presente
trabajo están por debajo de los precios ofrecidos por Laboratorios BIOSAN
para metodologías similares.
Capítulo IV. Resultados y Análisis de Resultados156
Es importante resaltar que los costos presentados para el desarrollo de la
metodología en cuestión consisten en costos primarios, que son la suma de
los elementos directos del costo, es decir, el conjunto formado por la materia
prima directa y por la mano de obra directa, sin tomar en consideración los
costos secundarios (servicios, depreciación de activos, alquiler, etc.) que
podrían incrementarlo. De igual forma, estos estudios son preliminares, lo
que implica que se podría optimizar tanto materiales, reactivos y todo lo
relacionado a la metodología en cuestión a fin de lograr un mayor
rendimiento de los mismos.
Se podría realizar un estudio económico más profundo, por parte de un
personal especializado en el área contable, a fin de tomar en consideración
todo
aquello
que
implique
costos
secundarios,
intangibles
y
por
comercialización de los servicios que se pudiesen ofrecer a nivel de
Laboratorio y de los Kits
CAPÍTULO V
CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
“Conclusión es el lugar donde
llegaste cansado de pensar.”
Anónimo
“Dar un buen consejo es un oficio tan
común que lo usan muchos y lo saben
hacer muy pocos.”
Fray Antonio de Guevara
Capítulo V. Conclusiones y Recomendaciones 158
V. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
V.1 CONCLUSIONES
A través de la realización del presente trabajo se obtuvieron las conclusiones
siguientes:
1. Mediante las metodologías aplicadas a nivel de laboratorio se pudo
desarrollar un protocolo para realizar análisis microbiológico en Turbo
Kerosinas y en Fluidos de Corte.
2. Por medio de las técnicas llevadas a cabo en el laboratorio se pudo
determinar la presencia de microorganismos aerobios mesófilos (en
general), Pseudomonas aeroginosas, hongos (en general) y bacterias
sulfato reductoras presentes en Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte.
3. A través del desarrollo de los análisis realizados, se pudo constatar
que la Universidad Metropolitana cuenta con las instalaciones y ciertos
equipos necesarios para realizar análisis microbiológico, mas es
necesario la adquisición de nuevos equipos que garanticen un
correcto
análisis
microbiológico
en
las
condiciones
asépticas
pertinentes.
4. Mediante la realización de este trabajo se pudo elaborar Kits
microbiológicos (prototipos), de fácil manipulación que permiten
efectuar análisis microbiológico in situ en Fluidos de Corte y en Turbo
Combustibles de Aviación.
Capítulo V. Conclusiones y Recomendaciones 159
5. Se pudo notar que la fase más importante en el desarrollo del análisis
microbiológico es la Toma de Muestra, ya que, ésta puede afectar
significativamente los resultados experimentales obtenidos.
6. Una de las causas más importantes que provocan la contaminación
microbiana de Turbo Kerosinas y Fluidos de Corte, es la presencia de
una fase acuosa, además de un ambiente nutritivo que propicie el
crecimiento de microorganismos, aunado al mal manejo de dichos
fluidos por parte de los operadores (falta de drenaje de tanques e
higiene periódico de los mismos).
V.2. RECOMENDACIONES
En base a los estudios realizados:
1. Se
sugiere
que
en
próximas
investigaciones
se
establezcan
metodologías de análisis que determinen el número de colonias
presentes en las muestras para tener una idea del grado de
contaminación microbiana o el grado de higiene con la que se han
manipulado los fluidos.
2. Se propone realizar estudios relacionados con la elaboración de análisis
microbiológicos en combustibles (en general) y en fluidos lubricantes,
para una búsqueda de biocidas que permitan remediar y controlar la
presencia de microorganismos que puedan afectar seriamente los
fluidos y los sistemas donde se encuentran contenidos.
Capítulo V. Conclusiones y Recomendaciones 160
3. Se recomienda que al finalizar la experimentación, se coloque en
autoclave o se esterilice los materiales que posiblemente contengan
material biológico (microorganismos) a fin de evitar una contaminación
microbiana en el lugar de trabajo.
4. Se propone realizar un estudio de los Combustibles y Fluidos de Corte
que contemple el efecto de la contaminación microbiana en las
propiedades físicas de éstos, comparándolos con combustibles y Fluidos
que se encuentren en óptimas condiciones.
5. Se sugiere determinar específicamente el tipo de microorganismo
hallado en los análisis, mediante pruebas bioquímicas y microscópicas
que permitan su identificación.
6. Se propone a las autoridades competentes de la Universidad
Metropolitana la adquisición de una campana de flujo laminar, así como
de
todos
aquellos
elementos
que
permitan
el
correcto
acondicionamiento y mantenimiento (higiene y asepsia) del Laboratorio
para realizar análisis microbiológicos.
7. Se recomienda mantener siempre, dentro del grupo de muestras
analizadas, un blanco a fin de tener un control de los medios
preparados, además de utilizarse como patrón de comparación.
8. Para la búsqueda de otros tipos de microorganismos presentes en los
combustibles a analizar, se recomienda el uso de otros agares
selectivos, que permitan el crecimiento tanto de bacterias u hongos que
sean de interés en estudios posteriores.
Capítulo V. Conclusiones y Recomendaciones 161
9. Se propone la realización de un kit microbiológico con fines comerciales
que cumpla con especificaciones de diseño y presentación, de fácil
manipulación y disponibilidad, económicamente accesible a la población
interesada con la finalidad de determinar la presencia o no de
microorganismos en combustibles y fluidos de corte sin necesidad de
transportarse a un laboratorio de análisis especializado.
10. Para el cultivo de bacterias sulfato-reductoras, de un modo más
especializado y confiable, se recomienda el uso de una jarra anaeróbica
que permita alcanzar las condiciones anóxicas necesarias para el
crecimiento de este tipo de bacterias.
BIBLIOGRAFÍA
“Para la ciencia prefiero los libros
más recientes, para las letras
los más antiguos.”
Bulwer Lytton
Libros:
1. CLAVELL, L., y PEDRIQUE, M.; 1983; Microbiología manual de métodos
generales; Universidad Central de Venezuela; Caracas. P. 11-15, 17-18,
35-37
2. HILL, E y Graham C. Hill. 2000. ECHA Microbiology Ltd, UK.
3. NÚÑEZ, M., GÓMEZ, M., y CARMONA, O.; 1991; Microbiología médica
(tomo I); ediciones de la biblioteca de la Universidad Central de Venezuela;
Venezuela.
4. PASSMAN, Frederick; (S/F). Fuel and Fuel System MicrobiologyFundamentals, Diagnosis, and Contamination Control. Estados Unidos.
5. (S/A). (2003). Tribology & Lubrication Technology. Volumen 59; N° 11.
Artículo: TRIBUTO A HAROLD ROSSMOORE, pág 20. Estados Unidos.
6. S/A, 1992. Seminario Técnico de Combustibles y Lubricantes de Aviación.
Corpoven. Caraballeda
Bibliografía163
Medios electrónicos:
7. CALGARY, Alberta; (2003). Iron, Manganeso, Hydrogene Sulphide. (2005).
Disponible
en:
http://www.davnor.com/articles/publications/bio_residential/ironfact.pdf
8. HAMLYN,
P.
Cephalosporium
(1982).
Protoplast
acremonium.
fusion
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(2005).
genetic
Disponible
analysis in
en:
http://fungus.org.uk/cv/thesis_fig5.9.htm
9. LABORDA, Roberto; (S/F). NTP 317: Fluidos de Corte: criterios de control
de riesgos higiénicos. (2005). España. Disponible en:
http://www.mtas.es/insht/ntp/ntp_317.htm
10. LEVIT, Bernardo; (2001). “Bio-films, una nueva manera de ver la
placa”.(2005) Disponible en: http://www.alientoassist.com/biofilm.htm
11. ROSSMOORE, H.; 1994; Metal Working Fluid Microbiology (capítulo 9);
Estados
Unidos.
Paper
disponible
en:
http://www.biosan.com/publication.htm
12. ROSSMOORE, H.; 1974; TECHNICAL PAPER: Microbiological causes of
cutting fluid deterioration; Creative Manufacturing Engineering Programs;
Estados
Unidos.
Paper
disponible
en:
http://www.biosan.com/publication.htm
13. (S/A).
(2003).
All
microbiology
news.
(2005).
Disponible
en:
http://www.rapidmicrobiology.com/news/Show_News_List.php?sector=AllHi
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14. S/A.
(S/F).
Anthrax I. (2005). Disponible en:
Guerra
biológica
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http://www.openleercentrum.be/Natutech/afbreekbare_plastics.htm
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http://byebyemold.com/mold_images/images/fusarium/fusarium_c.html
17. S/A. (2001). Clasificación de las bacterias. (2005). Disponible en:
http://www.estradadosol.fot.br/vestibular/temas/anthrax1.htm
18. S/A. S/F. “Temas atuais relacionados á Biología”. (2005). Disponible en:
http://www.estradadosol.fot.br/vestibular/temas/anthrax1.htm
19. (S/A).(2003).All
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20. S/A;S/F;
“Crecimiento
Microbiano”.
S/L.
(2005).
Disponible
en:
http://docencia.uda.edu.co/bacteriologia/MicrobiologiaAmbiental/microbiolog
ia_2.pdf
21. TODAR, K. (2004). Pseudomonas aeroginosa.(2005). Disponible en:
http://textbookofbacteriology.net/pseudomonas.html
22. VALDERRAMA BLANCO, Brenda. S/A. México. “Microbiología del petróleo
y
sus
derivados”.
(2005).
Disponible
en:
http://biblioweb.dgsca.unam.mx/libros/microbios/Cap2/imagenes/c2im3.html
Publicaciones periódicas:
23. S/A. (2004, 11 de Diciembre). Autoridades esperan concluir hoy rescate de
víctimas de accidente aéreo. EL UNIVERSAL, pp. 4-10
ANEXOS
“... cosas que nos
quedan en el tintero a última hora”
Anónimo
ANEXO A. TURBOKEROSINA JET A1
Descripción
El Jet A-1 es el turbocombustible de uso civil más utilizado por las líneas de
aviación en el mundo. La Tabla II.8 proporciona las características o
propiedades físico-químicas del turbocombustible Jet A-1.
Propiedades y Características
Tabla A.1. Cifras típicas de los turbocombustibles (Jet A-1)
Propiedades / Características
Gravedad API a 15.6° C
Color Visual
Punto de Congelación, ° C
Azufre, %p
Punto de Inflamación, ° C
Acidez Total mg KOH/g
Punto de Humo, mm
Aditivo Antiestático
Aditivo Anticongelante
Aditivo Anticorrosivo
Índice de Separación de Agua (WSIM)
Jet A-1
45
C/B
-50
0.050
41
0.010
25
SI
NO
NO
95
Fuente: S/A, 1992. “Seminario Técnico de Combustibles y Lubricantes de Aviación”.
Corpoven. Caraballeda.
Anexos166
ANEXO B. ACEITE DE CORTE VENOSOLUBLE
EMULSIONABLE PARA MECANIZADO)
AW
(ACEITE
Descripción
Es un aceite de corte emulsionable formulado para operaciones de corte y
mecanizado de metales blandos y ferrosos. Se elabora con bases lubricantes
y aditivos especiales de alta estabilidad térmica y antidesgaste de larga vida
y para condiciones severas de operación.
Propiedades y Características
Tabla A.2. Cifras típicas del aceite de corte Venosoluble Aw
Propiedades / Características
Punto de inflamación, °C
Gravedad específica 15/15 °C, g/ml
pH de la emulsión al 10%
Protección al desgaste, mm.
Concentración mínima para protección anticorrosiva, %
Viscosidad a 40 °C, cSt
Compuestos Clorados
Aditivos antidesgastes
Aditivos anticorrosivos
Aceite de corte
Venosoluble- Aw
180
0.88
9.0
0.6
5.0
36
No
Si
Si
Fuente:
Venoco; (S/F); VENOSOLUBLE AW; (2005); Venezuela Disponible en:
http://www.venoco.com/Detalle.asp?id=35&id_linea=1
Anexos167
ANEXO C. MEDIOS DE CULTIVOS SÓLIDOS
C.1 Sabouraud Dextrose Agar
Descripción
Medio de cultivo recomendado para el cultivo y desarrollo de hongos. El bajo
pH favorece el crecimiento de hongos
Composición (en gramos por litro)
Tabla A.3. Composición del medio Sabouraud Dextrose Agar
Composición
Polipeptona
Glucosa
Cloramfenicol
Agar
Gramos por litro
10.0
40.0
0.05
15.0
pH final a 25 °C: 5.6 ± 0.2
Fuente: (S/A); (S/F); Sabouraud Dextrose
http://www.britanialab.com/espanol/k02_55.html
Agar;
(2005);
(S/L);
Disponible
en:
Instrucciones
Suspender 65 g del polvo por litro de agua destilada. Reposar 5 minutos y
mezclar hasta uniformar. Calentar agitando frecuentemente y hervir 1 minuto
hasta disolver. Distribuir y esterilizar 15 minutos a 118-121°C. Mantener en
lugar fresco.
C.2 Agar Cetrimida
Descripción
Medio recomendado para el crecimiento y desarrollo selectivo de
Pseudomonas aeroginosa.
Anexos168
Composición (en gramos por litro)
Tabla A.4. Composición del Agar Cetrimida
Composición
Peptona pancreática gelatina
Cetrimida
Cloruro magnésico
Sulfato potásico
Agar
Gramos por litro
20.0
0.3
1.4
10.0
13.6
pH final a 25 °C: 7.2 ± 0.2
Fuente:
(S/A);
(S/F);
Cetrimide
Agar;
http://www.britanialab.com/espanol/k01_57.html
(2005);
(S/L);
Disponible
en:
Instrucciones
Suspender 45.3 g del polvo y 10 ml de glicerol en 1 litro de agua destilada. .
Reposar
5
minutos
y
mezclar
hasta
uniformar.
Calentar
agitando
frecuentemente y hervir 1 minuto hasta disolver. Distribuir y esterilizar 15
minutos a 118-121°C. Mantener en lugar fresco.
ANEXO D. MEDIOS DE CULTIVO LÍQUIDOS
D.1 Medio Tioglicolato
Descripción
Medio recomendado para el crecimiento y desarrollo de microorganismos
aerobios y anaerobios.
Anexos169
Composición (en gramos por litro)
Tabla A.5. Composición del Medio Tioglicolato
Composición
Peptona caseína
Glucosa
Cloruro de sodio
Rezasurina
L-cistina
Extracto de levadura
Tioglicolato sódico
Agar
Gramos por litro
15.0
5.5
2.5
0.001
0.5
5.0
0.5
0.75
pH final a 25 °C: 7.1 ± 0.2
Fuente: (S/A); (S/F); Thioglycolate medium;
http://www.nybro.cz/pdf/ENGLISH%20MANUAL.pdf
(2005);
(S/L);
Disponible
en:
Instrucciones
Suspender 29.75 g del polvo por litro de agua destilada. Reposar 5 minutos y
mezclar hasta uniformar. Calentar agitando frecuentemente y hervir 1 minuto
hasta disolver. Distribuir y esterilizar 15 minutos a 118-121°C. Mantener en
lugar fresco.
D.2 “Tryptone Soy Broth” (TSB)
Descripción
Medio altamente nutritivo para el cultivo de una gran variedad de
microorganismos aerobios existentes (hongos y bacterias)
Anexos170
Composición (en gramos por litro)
Tabla A.6. Composición del “Triptone Soy Broth”
Composición
Peptona caseína
Peptona de soya
Cloruro de sodio
Fosfato dipotásico
Glucosa
Gramos por litro
17.0
3.0
5.0
2.5
2.5
pH final a 25 °C: 7.3 ± 0.2
Fuente: (S/A); (S/F); Triptone Soy Broth;
http://www.nybro.cz/pdf/ENGLISH%20MANUAL.pdf
(2005);
(S/L);
Disponible
en:
Instrucciones
Suspender 30 g del polvo por litro de agua destilada. Reposar 5 minutos y
mezclar hasta uniformar. Calentar agitando frecuentemente y hervir 1 minuto
hasta disolver. Distribuir y esterilizar 15 minutos a 118-121°C. Mantener en
lugar fresco.
D.3 “m-Tryptone Glucose Extract Broth” (m-TGE)
Descripción
Medio recomendado para el crecimiento y desarrollo de microorganismos
aerobios mesófilos.
Tabla A.7. Composición del “m-Tryptone Glucose Extract Broth” (m-TGE)
Composición
Peptona caseína
Hidrolysate
Extracto de carne
Glucosa
Gramos por litro
9.0
6.0
2.0
1.0
pH final a 25 °C: 7.0 ± 0.2
Fuente: (S/A); (S/F); Tryptone Glucose Extract Broth; (2005); (S/L); Disponible en:
http://www.nybro.cz/pdf/ENGLISH%20MANUAL.pdf
Anexos171
Instrucciones
Suspender 18 g del polvo por litro de agua destilada. Reposar 5 minutos y
mezclar hasta uniformar. Calentar agitando frecuentemente y hervir 1 minuto
hasta disolver. Distribuir y esterilizar 15 minutos a 118-121°C. Mantener en
lugar fresco.
ANEXO E. REACTIVOS UTILIZADOS
Cloruro de sodio (NaCl)
Características: Polvo cristalino blanco
Tabla A.8. Propiedades del Cloruro de sodio (NaCl)
Propiedades
Peso molecular
Punto de fusión
Punto de ebullición
Solubilidad en agua a 20 °C
Densidad a 25 °C
Valor
58.44 g/mol
804 °C
1413 °C
360 g/l
2.14 g/ml
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Triton x-100 ([C16H26O2]n)
Características: Líquido cristalino espeso, surfactante no iónico, miscible en
agua.
Tabla A.9. Propiedades del Triton x-100: Alkilauril polieter alcohol ([C16H26O2]n)
Propiedades
Peso molecular
Densidad a 25 °C
pH a 5 % en solución acuosa
Tensión superficial
Valor
250.38 g/mol
1.06 g/ml
6.00
31.00 dina/cm
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Anexos172
Glicerina (C3H8O3)
Características: Líquido transparente e incoloro, miscible en agua y viscoso.
Tabla A.9. Propiedades de la glicerina (C3H8O3)
Propiedades
Peso molecular
Punto de fusión
Punto de ebullición
Viscosidad a 20 °C
Densidad a 20 °C
Valor
92.10 g/mol
17.8 °C
290 °C
1400 mPas
1.47 g/ml
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Safranina solución al 1 % p/v (C20H19ClN4)
Características: Líquido de color rojo cereza, utilizado para tinciones de
microscopia.
Tabla A.10. Propiedades de la safranina: 3,7-Diamino-2,8-Dimetil-5-Fenilfenacinio Cloruro
(C20H19ClN4)
Propiedades
Peso molecular
Densidad de la solución al 1 % 20 /4 °C
Valor
350.85 g/mol
0.998 g/ml
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Violeta Cristal (C25H30ClN3)
Características: En solución es un líquido de color azul – violeta, en forma
sólida es un polvo de color verdoso, miscible con el agua y alcohol, utilizado
para tinción microscópica.
Anexos173
Tabla A.11. Propiedades del violeta cristal: Hexametilpararrosanilina Cloruro (C25H30ClN3)
Propiedades
Peso molecular
Solubilidad en agua a 25 °C
Solubilidad en alcohol a 25 °C
Densidad de la solución al 2 % a 20/4
Valor
407.99 g/mol
4.00 g/l
30.00 g/l
0.80 g/l
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Azul de Metileno (C16H18ClN3S.xH2O)
Características: En solución es un líquido de color azul, en forma sólida es
un polvo de color verdoso oscuro con lustre bronceado, miscible con el agua
y alcohol, utilizado para tinción microscópica.
Tabla A.12. Propiedades del azul de metileno: Tetrametiltionina Cloruro (C16H18ClN3S.xH2O)
Propiedades
Peso molecular
Solubilidad en agua a 20 °C
Solubilidad en alcohol a 25 °C
Punto de fusión
Valor
337.85 g/mol
40.00 g/l
15.00 g/l
180 °C
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Lactato de Sodio (C3H5NaO3) solución al 50 %
Características: Líquido denso transparente e incoloro. Miscible con agua
Tabla A.13. Propiedades del lactato de sodio (C3H5NaO3)
Propiedades
Peso molecular
Densidad a 20/4
Valor
112.06 g/mol
1.27 g/ml
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Anexos174
Cloruro de Amonio (NH4Cl)
Características: Polvo cristalino blanco, soluble en agua.
Tabla A.14. Propiedades del cloruro de amonio (NH4Cl)
Propiedades
Peso molecular
Solubilidad en agua a 20 °C
Valor
53.49 g/mol
370 g/l
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Fosfato Dibásico de Potasio (K2HPO4)
Características: Pequeños cristales blancos, utilizado para preparar
soluciones tampones de fosfato.
Tabla A.15. Propiedades del fosfato dibásico de potasio (K2HPO4)
Propiedades
Peso molecular
Solubilidad en agua a 20 °C
Valor
174.18 g/mol
1600 g/l
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Sulfato de Magnesio heptahidratado (MgSO4.7H2O)
Características: Pequeños cristales blancos
Tabla A.16.
Propiedades del sulfato de magnesio heptahidratado, Sal de Epson
(MgSO4.7H2O)
Propiedades
Peso molecular
Solubilidad en agua a 20 °C
Valor
246.48 g/mol
710 g/l
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Anexos175
Sulfato de Sodio (Na2SO4)
Características: Polvo cristalino blanco, higroscópico.
Tabla A.17. Propiedades del sulfato de sodio (Na2SO4)
Propiedades
Peso molecular
Solubilidad en agua a 20 °C
Densidad a 20 °C
Punto de fusión
Valor
142.04 g/mol
162 g/l
2.68 g/ml
884 °C
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Acido Tioglicólico (C2H4O2S) solución al 80 %
Características: Líquido transparente e incoloro, miscible con el agua,
puede causar quemaduras graves si esta en contacto con la piel y/o
mucosas. Altamente peligroso.
Tabla A.18. Propiedades del Acido Tioglicólico (C2H4O2S) solución al 80 %
Propiedades
Peso molecular
Densidad a 20 °C
Valor
92.12 g/mol
1.27 g/ml
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Sulfato de Amonio Ferroso ((NH4)2SO4.Fe(SO4)2.6H2O)
Características: Cristales verde azulado.
Tabla A.19.
Propiedades del sulfato
((NH4)2SO4.Fe(SO4)2.6H2O)
Propiedades
Peso molecular
Densidad a 20 °C
Solubilidad en agua a 20 °C
Punto de fusión
de
amonio
ferroso,
sal
de
Mohr
Valor
392.14 g/mol
1.86 g/ml
269 g/l
100 °C
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Anexos176
Hidróxido de sodio (NaOH) (perlas)
Características: Sólido blanco en forma de perlas, higroscópico, base fuerte
de alta peligrosidad, altamente irritante de la piel y mucosas.
Tabla A.20. Propiedades del hidróxido de sodio (NaOH)
Propiedades
Valor
Peso molecular
40 g/mol
Densidad a 20 °C
2.13 g/ml
Solubilidad en agua a 20 °C
1090 g/l
Punto de fusión
318 °C
Punto de ebullición
1390 °C
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Potasio fosfato monobásico (KH2PO4)
Características: Pequeños cristales blancos, utilizado para preparar
soluciones tampones de fosfato.
Tabla A.21. Propiedades del potasio fosfato monobásico (KH2PO4)
Propiedades
Valor
Peso molecular
136.06 g/mol
Solubilidad en agua a 20 °C
222 g/l
Densidad a 25 °C
2.34 g/ml
Punto de fusión
252 °C
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Cloruro de magnesio (MgCl2)
Características: Polvo blanco soluble en agua
Tabla A.22. Propiedades del cloruro de magnesio (MgCl2)
Propiedades
Peso molecular
Solubilidad en agua a 20 °C
Punto de fusión
Valor
95.25 g/mol
300 g/l
754 °C
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Anexos177
Cloruro de calcio dihidratado (CaCl2.2H2O)
Características: Polvo cristalino blanco. Irritante al contacto directo.
Tabla A.23. Propiedades del cloruro de calcio dihidratado (CaCl2.2H2O)
Propiedades
Peso molecular
Solubilidad en agua a 1 °C
Punto de fusión
Valor
147.02 g/mol
1000 g/l
175 °C
Fuente: Panreac Química; (S/F); Catálogo on line; (2005); (S/L). Disponible en:
http://www.panreac.com/esp/catalogo/catalogo_c.htm
Anexos178
ANEXO F. IDENTIFICACIÓN DE ALGUNOS MICROORGANISMOS EN
LOS FLUIDOS ANALIZADOS
Tabla A.24. Identificación de algunos microorganismos en los fluidos analizados.
Placa analizada en el
medio Sabouraud
Dextrosa Agar
Microorganismo
identificado
(género)
Descripción
Levadura
Cándida
Levadura
Cándida:
Presencia de colonias
color blanco y aspecto
cremoso
Fluido de Corte
Venosoluble
Aw/muestra Corte/
medio líquido TSB 1/
placa 1
Levadura
Cándida / Hongo
filamentoso
Fusarium
Levadura
Cándida:
Presencia de colonias
color blanco y aspecto
cremoso.
Fusarium:
Hongo
filamentoso
de
coloración marrón
Fluido de Corte
Venosoluble
Aw/muestra Corte/
medio líquido m-TGE
2/ placa 1
Levadura
Cándida
Levadura
Cándida:
Presencia de colonias
color blanco y aspecto
cremoso
JetA1/muestra 4/
medio líquido m-TGE
2/ placa 2
Características
Levadura
Cándida:
Es una levadura que
en el ser humano
forma parte de la flora
normal de la piel y
mucosas
(tracto
respiratorio,
gastrointestinal)
Levadura
Cándida:
Es una levadura que
en el ser humano
forma parte de la flora
normal de la piel y
mucosas
(tracto
respiratorio,
gastrointestinal
y
tracto
genital
femenino).
Fusarium:
Se
considera
un
contaminante puede
causar infección en los
ojos,
sinusitis,
e
infecciones de piel.
Este
hongo
suele
madurar a los 4 días,
forma colonias blancas
y
algodonosas
al
principio que luego se
van tornando de color
oscuro, con los bordes
de color más claros.
Levadura
Cándida:
Es una levadura que
en el ser humano
forma parte de la flora
normal de la piel y
mucosas
(tracto
respiratorio,
gastrointestinal)
Fuente: Laboratorio de Bacteriología de la Clínica Santa Sofía. El Cafetal – Caracas.
Anexos179
ANEXO G. IMAGEN TANQUE DE AERONAVE CON CONTAMINACIÓN
MICROBIANA
Figura A.1. Imagen de un tanque de una aeronave de la Guardia Nacional (Sky Truck) que
presentaba problemas de contaminación microbiana.
GLOSARIO
"Las palabras están ahí para explicar
el significado de las cosas, de manera
que el que las escucha, entienda
dicho significado."
Aldous Huxley
•
Agar: Polisacárido que, por sus propiedades gelificantes, se utiliza en
la preparación de medios nutritivos para los cultivos.
•
ASTM:
Sociedad
Norteamericana
de
Exámenes
y
Materiales
(American Society for Testing and Materials). Es una organización con
larga tradición de estandarización.
•
Autótrofo: Organismo capaz de sintetizar materia orgánica utilizando
energía inorgánica
•
Biocida: Sustancia química que destruye o detiene el desarrollo de
ciertos organismos
•
Biomasa: Es el peso total de la materia viva de una parte de un
organismo, población o ecosistema
Glosario 181
•
Celda galvánica: Celda electroquímica en la que reacciones químicas
espontáneas producen electricidad.
•
Costos primarios o directos: Es la suma de los elementos directos
del costo, es decir, el conjunto formado por la materia prima directa y
por la mano de obra directa.
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Elastómeros: Son polímeros de cadenas entrecruzadas como los
termoestables, sólo que debido a la estructura de las cadenas que lo
constituyen presentan propiedades elásticas. Son los componentes
fundamentales de los cauchos: naturales, modificados, neopreno.
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Emulsión: Una emulsión es una mezcla estable y homogénea de dos
líquidos que normalmente no pueden mezclarse, (son inmiscibles
entre ellos
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Eucariotas: Son organismos que tienen la información genética
envuelta dentro de una membrana que forman el llamado núcleo
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Flagelo: Es un orgánulo externo que poseen algunas células, tanto de
organismos unicelulares o formando parte de seres pluricelulares, con
forma de látigo, que a través de su rotación, permite el desplazamiento
de estas células por un medio acuoso.
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Glucosa: Molécula carbohidrogenada que en cadenas ordenadas
forma celulosa y en asociación amorfa almidón. Ésta (C6H12O6) es una
hexosa (monosacárido de seis átomos de carbono) y además es un
aldehído (contiene un grupo -CHO)
Glosario 182
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Heterótrofo: Son aquellos que deben alimentarse con las sustancias
orgánicas sintetizadas por otros organismos
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Hidrofílica: Sustancias que presentan afinidad por el agua
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Hidrofóbica: Sustancia no afín con el agua
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Metabolismo: Conjunto de modificaciones que sufre una sustancia
desde su entrada en el interior de un organismo hasta su
transformación final.
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Metabolito: Sustancias originadas por la transformación metabólica
de sustancias en el interior de las células o de los seres vivos.
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Péptido: Pequeñas cadenas de aminoácidos.
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Procariota: Es un organismo vivo cuyo núcleo celular no está
envuelto por una membrana, en contraposición con los organismos
eucariotas, que presentan un núcleo verdadero o rodeado de
membrana nuclear.
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Sucrosa: Disacárido compuesto por glucosa y fructosa.
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Surfactante: Son sustancias que influyen por medio de la tensión
superficial en la superficie de contacto entre dos fases (p.ej. dos
líquidos insolubles uno en otro). Se componen de una parte
hidrofóbica o hidrófuga y un resto hidrofílica, o soluble en agua.
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Taxonomía: Es la parte de la biología que estudia la clasificación de
los seres vivos, los taxa (o taxones)