Download LAS MICORRIZAS ASOCIADAS A LA RAIZ DE VAINILLA (Vanilla

LAS MICORRIZAS ASOCIADAS A LA RAIZ DE VAINILLA Vanilla planifolia
Olga Bonilla Barrientos1
Delfino Reyes López1
Alexander Mendoza López2
Juan Francisco Aguirre Medina2
Carlos Hugo Avendaño Arrazate2
RESUMEN
Con el objetivo de conocer la presencia de hongos micorrízicos que se asocian al sistema
radical de vainilla, se realizó la presente investigación en tres etapas; I) Observación de la
existencia de infección, porcentaje de infección en raíz y presencia de esporas en suelos de las
muestras tomadas en cultivos de vainilla. II) Con el objetivo de purificar las muestras y e
identificar las estructuras de hongos micorrizicos en raíces, se utilizó plantas de sorgo Sorghum
bicolor var. Blanco Itsmeño inoculadas con las fuentes de inoculo seleccionadas en la etapa I.
III) Inoculación de plantas de vainilla con los inóculos que fueron obtenidos en la etapa I, con el
fin de conocer el proceso de infección y determinar si presentan un comportamiento diferencial
en su desarrollo fenológico. Los resultados indicaron que todas las muestras de suelo
colectados en cultivos de vainilla presentaron estructuras de hogos micorrizicos, así como la
infección de dichos hongos en las raíces de vainilla. Sin embargo la relación entre el número de
esporas en suelo y el porcentaje de infección fue variable, ya que se presentaron casos donde
hubo alta infección en raíz y alto número de esporas en suelo y viceversa. El biofertilizante a
base de esporas de Glomus intraradices no se observó simbiosis con las raíces de vainilla, por
lo que se infiere que las esporas encontradas en raíz y suelo, de las muestras en cultivos de
vainilla, son específicas para dicha especie.
PALABRAS CLAVE: Vainilla, micorrizas, hongos micorrizicos, simbiosis.
INTRODUCCIÓN
La vainilla es una planta trepadora de la familia de las orquídeas, considerada una planta epifita,
es decir, que utiliza un tutor para sostenerse y así crecer, pero su fuente de nutrición es la
materia orgánica que se encuentra en la superficie terrestre (Reyes, 2008). Esta es cultivada
principalmente por su fruto que es una vaina, la cual contiene un principio aromático, conocido
vainillina.
La vainilla se considera de alta rentabilidad al compararla con otros cultivos más importantes de
la zona como son los cítricos y el plátano ya que genera de 260 a 300 jornales/ha y por año. El
incremento de la producción, además de reducir las importaciones de vainilla y los substitutos
de la misma, se permitiría su exportación y con ello la captación de divisas para el país (Curtí,
1981). Este cultivo requiere alta humedad y suelos de buena fertilidad con abundante materia
orgánica y buen drenaje. Las principales zonas productoras están localizadas en la región
Tropical de Veracruz y Puebla, con un clima húmedo tropical, (Hernández, 2005).
La vainilla es un producto poco conocido pero con un gran potencial para productores y
agricultores de las zonas tropicales de nuestro país. Es importante mantener este género, tan
antiguo ya que México y Centro América, fueron considerados como los centros de diversidad
1
Benemérita Universidad Autónoma de Puebla. bonilla_b3368@live.com.mx.
delfino_reyes2001@yahoo.com.mx.
2
INIFAP. aguirre.juan@inifap.gob.mx.
genética más importantes del mundo. La vainilla es un cultivo autóctono de estos países en
donde se localizan cultivares primitivos con géneros silvestres y poblaciones, también silvestres.
Los hongos constituyen un grupo de organismos muy heterogénea, lo cual ha permitido tener
incidencia fundamental sobre los intereses de la humanidad, su acción se extiende a la industria
alimentaria, la salud, la agricultura y la vida de los bosques. Y esto tienen relevancia en cuanto
a las diferentes asociaciones que se presenta comensalismo, parasitismo, y mutualismo, en
este último se presenta un aprovechamiento mutuo y estrecho contacto morfológico entre los
dos participantes (Reyes, 2004).
La planta de vainilla como la mayoría de las que habitan la superficie terrestre han estado
asociados a hongos micorrizicos en su sistema radical. La asociación micorrízica consiste en
una relación simbiótica mutualista entre hongos del suelo y órganos de absorción de la mayoría
de las plantas vasculares (Azcón y Aguilar, 1980).
Existen evidencias en numerosos estudios en los que se demuestra que la inoculación artificial,
con hongos micorrízicos a especies de interés agrícola, incrementa la nutrición y el crecimiento
de la planta, aumenta la defensa contra patógenos y le permita a su vez superar situaciones de
estrés biótico y abiótico (Plenchette et al., 1983). Por lo tanto se visualiza a los biofertilizantes
microbianos, como alternativas para adicionar nutrimentos a los cultivos, especialmente en la
agricultura de temporal, que es la que practican la mayoría de los campesinos, sin la aplicación
de los fertilizantes químicos sintéticos o quienes lo hacen en pequeñas cantidades (Aguirre,
2006).
El uso de los biofertilizantes en el cultivo de vainilla ha sido poco estudiada, por lo que el
objetivo del presente trabajo fue detectar la presencia de hongos micorrizicos benéficos que se
asocian a las raíces de vainilla bajo condiciones naturales, con la hipótesis de que las plantas
de vainilla responden de manera diferencial en su producción de biomasa a los diferentes
aislamientos geográficos de hongos endomicorrizicos
MATERIALES Y MÉTODOS
El experimento se desarrolló en el Campo Experimental Rosario Izapa del Instituto Nacional de
Investigaciones Agrícolas y Pecuarias (INIFAP), en Tuxtla Chico, Chiapas, el cual se encuentra
en las coordenadas geográficas, 14° 30´00” y 15° 00´00” de latitud Norte entre los meridianos
92° 00´00” y 92° 30´00” longitud Oeste a una altitud de 455 m.
Colecta de micorrizas
El presente estudio comprendió la etapa inicial de colecta de sistema radical de vainilla y suelo
de la rizosfera en los estados de Puebla, Veracruz y Chiapas. En el estado de Puebla se llevo a
cabo la colecta en el municipio de Tenampulco en dos huertos de vainilla denominados “La
palapa” y “Caracoles”, que se encuentran a 350 msnm y son plantaciones con una edad
aproximada de 3 años.
En el estado de Veracruz se colectó en la zona vainillera de “San Rafael” a una altura de 20
msnm. En el estado de Chiapas se realizaron dos colectas dentro del campo experimental del
INIFAP Rosario Izapa, que se encuentra a 425msnm, una de las colectas se realizó en un
“Huerto de vainilla sin manejo”, y otra se realizó en plantas de “Te de limón” en el mismo lugar.
Una vez colectado el material se lavo con agua corriente y se conservaron en FAA
(Formaldehído-Acido Acético Glacial-Alcohol) y se colocaron en bolsas de polietileno y fueron
etiquetadas y llevados al laboratorio de Biofertilizantes del INIFAP-Rosario Izapa, para su
análisis posterior. En todas las muestras se determinó el porcentaje de infección micorrízica en
el sistema radical por el método de Phyllips y Hayman (1970) y en las muestras de suelo se
determinó el número de esporas (Gerdemann y Nicholson, 1963).
Una vez definida la existencia de la infección en el sistema radical de las plantas de vainilla se
procedió a la purificación de las colectas. Para tal fin se utilizó el sorgo como planta hospedera
en suelo estéril 1:1 arena/suelo.
Incremento de inoculo
Una vez realizada la observación de infección y determinación del numero de esporas, se
procedió a incrementar el inoculo en un sustrato a base de suelo regional perteneciente al grupo
de los Andosoles-mólico, más una proporción de arena. El sustrato se esterilizo a una
temperatura de 121 ºC a 15 libras de presión durante 45 minutos con ayuda de una olla de
presión, con el fin de eliminar cualquier microorganismo presente en el suelo y evitar
contaminación al momento de establecer el cultivo.
Las macetas utilizadas fueron vasos térmicos del número 6 y fueron colocados en bancales
para evitar cualquier contacto con el suelo. Las macetas se llenaron ¾ partes de sustrato, ¼
parte con peat mos, posteriormente se sembró 6 semillas de sorgo por maceta. Primero se
sembró el tratamiento testigo, posteriormente se inocularon las semillas de los tratamiento
restantes. Cada vez que se cambiaba de fuente de inoculo se desinfectaron utilizando alcohol al
96%. Se deposito alrededor de 12 g., de inoculo por maceta, el cual fue colocado sobre la
semilla del sorgo.
Una vez emergida la semilla se adiciono, en la parte superior de la maceta, granito ónix número
3 como aislante de contaminación externa a la maceta. Además se colocaron 3 segmentos de
popotes de polipropileno a diferentes profundidades en el sustrato, con algodón en la parte
superior, que sirvieron como medios para los riegos posteriores con agua estéril. Las macetas
se regaron con agua estéril cada tres días durante todo el ciclo de la planta.
Después de la segunda semana se realizó un raleo de plantas para uniformizar el número de
plantas en tratamientos y repeticiones.
Para evaluar la efectividad micorrízica se realizaron muestreos destructivos, cada 10 días
durante el primer mes, y después de este tiempo cada 15 días. Se utilizo la técnica de Phillips y
Hayman (1970). Para determinar el número de esporas, se utilizó el procedimiento descrito por
Gederman y Nicholson (1963).
Después de cumplir la etapa fenológica de la planta se procedió a podar las plantas al nivel de
suelo y se procedió a triturar las raíces junto con el suelo, esto para utilizarlo como fuente
inoculante en las plantas de vainilla.
Inoculación de plantas de vainilla Vanilla Planifolia
La realización de esta etapa de la investigación, consistió en el establecimiento de experimento
bajo condiciones de invernadero. Para tal fin se utilizaron esquejes de vainilla que contenían de
tres a cuatro nudos para su rápida emisión de raíces, a los cuales se les eliminó las hojas para
evitar su deshidratación, el sustrato que se utilizó fue el mismo utilizado en el incremento del
inoculo base (suelo y arena en proporción 1:1). Como macetas se utilizaron bolsas de
polietileno previamente perforadas, con medidas de 12*27 cm, los cuales fueron colocados en
bancales para evitar el contacto con el suelo.
Al momento de sembrar los esquejes se colocaron 4.5 g, de inoculo en cada uno de los
entrenudos, asegurándose que estuvieran totalmente cubiertos del mismo; posteriormente se
coloco una porción similar a los 20 días después de su siembra. La fecha de siembra fue el 01
de agosto de 2008, con una duración de 90 días, la disposición de los tratamientos fue en un
diseño de bloques completos al azar en total fueron 7 tratamientos con 12 repeticiones y fueron
identificados de la siguiente forma; San Rafael (T1), La Palapa (T2), Caracoles (T3), INIFAP
(T4), Te limón (T5), Glomus (T6), y el testigo (T7).
Las macetas fueron regadas con agua destilada cada tercer día durante el primer mes después
de su siembra, posteriormente cada 8 días, los muestreos fueron destructivos y se realizaron
cada 20 días y se midieron variables de la parte aérea y radical como: Longitud de planta,
diámetro del tallo, peso seco de órganos en la parte aérea y radical, pporcentaje de infección
micorrízica, contenido de fósforo (P).
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Micorrizas en rizosferas colectadas
En todas las muestras de suelo y raíces colectadas en los cultivos de vainilla, presentaron
infección endomicorrízica. Las estructuras presentes se muestran en las figuras 1 y 2. La
presencia del hongo inter e intracelular es característica típica de las micorrizas (Sempere y
Santa Marina 2001; Sadanandan y Brown, 1997). La abundante presencia de las mismas,
según Sánchez et al (1999) se relaciona con la definida colonización de las endomicorrizas en
los trópicos, quienes agregan, que están presentes en cantidades superiores a las
ectomicorrizas; Además en la mayoría de las especies vegetales donde se reportan, se
establece que más del 90% de las especies existentes en el planeta.
Vesícula
de
hongos
micorrízicos.
Esporas de
hongos
micorrizicos.
Figura 1 y 2. Estructuras presentes en las muestras colectadas de raíz y suelo de vainilla .
El porcentaje de infección en muestras colectadas varió, según el lugar de origen de la colecta
(figura 3). Las muestras correspondientes al tratamiento T2 (La palapa), T5 (Te limón) Y T6
Glomus intraradices fueron los que presentaron los mayores porcentajes de infección
micorrízica con un 93.58%, 96.66% y 100%, respectivamente. En este caso, la cepa de
referencia es el tratamiento T6, que corresponde a Glomus intraradices que se ha evaluado en
diversos cultivos en todo el país. Lo anterior supone, que al menos los otros tratamientos, T2 y
T5 corresponden al mismo género de hongos micorrìzicos.
Figura 3. Porcentaje de infección de hongos micorrizicos
encontrada en raíces de vainilla, con la técnica de Phillips y
Hayman (1970), San Rafael (T1), La Palapa (T2), Caracoles (T3),
INIFAP (T4), Te limón (T5), Glomus (T6), testigo (T7).
La muestra T2 y T5 fueron colectadas en sitios con alto contenido de materia orgánica. Parece
ser que este hongo tiene preferencia por este tipo de suelos. Existen algunos resultados que
apuntan la preferencia de ciertos hongos por determinados suelos. En un estudio con 20 suelos
Black y Tinker (1979), encontraron una baja relación entre el desarrollo de la infección y algunas
propiedades físico-químicas (pH, arcilla, materia orgánica). El contenido de arcilla y el pH fueron
los componentes del suelo con mayor influencia en el desarrollo de la infección.
Se ha demostrado que la infección es baja en suelos arenosos (Dukessim et al., 1986), aunque
algunas especies como Gigaspora sp., pueden ser favorecidas en estas condiciones (Day et al.,
1987). Por otro lado la compactación del suelo (que supone un impedimento físico) dificulta el
crecimiento de las hifas (Wallace, 1987).
Ha habido especulaciones que afirman que la materia orgánica adicionada al suelo, estimula el
desarrollo micorrízico (Hayman, 1987), Los hongos micorrízicos pueden crecer saprofíticamente
en suelos con abundante materia orgánica (Warner y Mosse, 1980; Hepper y Warner, 1983;
St.John y col., 1983; Warner, 1984). Herrera et al. (1995), plantearon que los altos contenidos de
materia orgánica no siempre estimulan el desarrollo de las micorrizas. Para el caso de especies
altamente infectivas, como son los hongos del género Glomus, se ven afectados por niveles
superiores al 8% de materia orgánica en los suelos. Bajo estas condiciones, se ha encontrado, que
solamente se reproducen en presencia de plantas con una alta tasa fotosintética, capaces de
asegurar su permanencia.
Sin embargo, en condiciones de bosque húmedo tropical con altos niveles de materia orgánica, se
encontró que especies de Acaulospora y Gigaspora, eran capaces de desarrollarse en ausencia
de plantas, sobre un tronco en descomposición, exhibiendo altos niveles de saprofitismo,
expresado a través de elevados valores de esporas totales (Orozco y col., 1984).
Los menores porcentajes de infección micorrìzica en el sistema radical de la vainilla se
presentaron en los tratamientos T1 (San Rafael), T3 (Caracoles) y T4 (INIFAP Rosario Izapa),
con valores de 57.77 y 63.7% de infección respectivamente. Esto posiblemente a que San
Rafael es un huerto con manejo y solo la hojarasca ha favorecido su desarrollo. La muestra T2
(La palapa) fue la que presento menor infección con 39.81%, posiblemente debido a que es un
huerto de reciente establecimiento.
Esta diferencia en la efectividad de la simbiosis parece depender más de la interacción con un
tipo de suelo y las condiciones del cultivo, que con un huésped en particular (Mosse, 1973;
Azcón y Barea, 1980). La mejor micorriza para estimular el crecimiento no es necesariamente la
más infectiva (Hayman, 1982).
Existen evidencias en algunas comunidades vegetales, que diversas especies de hongos son
capaces de promover en forma diferencial el desarrollo vegetal de las plantas. Existen además
observaciones que demuestran la compatibilidad funcional entre las plantas y ciertas especies
de hongos. Un sistema radical es típicamente colonizado por más de una especie de micorrizaarbuscular (Bethlenfalvay, 1992) pero la respuesta del hospedero es diferente entre las
especies de hongos (Carling y Brown, 1980) y además tienen una respuesta diferencial a los
aislamientos geográficos cuando se inocula una misma especie (Bethlenfalvay et al., 1992).
Las esporas de la endomicorriza son de tamaño grande (20-500 pm); su forma puede ser
globosa, elíptica, ovoide, reniforme, claviforme o irregular, además de poseer una gama de
colores que ayuda a su identificación. Algunas especies forman esporocarpos mientras que
otras forman esporas solas, ya sea en el interior o exterior de la raíz, las esporas extraradicales
son producidas por las hifas gruesas del micelio externo (Tavares de Almeida et al; 1987,
Reddell et al. 1997).
En la presente investigación solo se ha observado la presencia de hongos micorrizicos, mas no
se ha identificado a que genero o especie pertenece por lo que es muy útil. Según, Corredor et
al (2003), los métodos moleculares pueden ser útiles en la identificación de especies. La
reacción en cadena de la polimerasa (PCR) permite amplificar DNA de una sola espora, y las
técnicas basadas en PCR han sido utilizadas para amplificar DNA a partir de hongos
micorrizicos arbusculares e identificar materiales colectados incluso a nivel de especie. Por lo
que es recomendable el uso de estas técnicas para la identificación de hongos micorrizicos en
las raíces de vainilla.
El haber encontrado micorrizas en las diferentes, muestras, y su grado de infección, es de suma
importancia, ya que con estas se genera la simbiosis que se establece entre las raíces de las
plantas y ciertos hongos (Barayas, 1984). Además originan cambios en los exudados radicales
(Linderman, 1993), favorecen la nutrición a través de su influencia en la disponibilidad de
nutrientes, induce el crecimiento de las raíces (Bowen y Foster, 1983), facilitan la disposición
del nitrógeno y fósforo (Barea y Azcon, 1983).
Diversos trabajos han descrito que existe una amplia gama de especificidad en cuanto al hongo
que coloniza las células del cortex, dependiendo de la especie, del hábitat en donde crece y del
área geográfica (Otero et al. 2004, 2005; Pereira et al. 2005; Girlanda et al. 2005; Bonnardeaux
et al. 2007).
Inoculación de plantas de vainilla (V. planifolia) con cepas micorrizicas de diferente
origen geográfico
En relación a la infección micorrízica en la raíz de vainilla, los resultados indican que la mayoría
de los tratamientos a los 60 días después de la siembra, presentaron el mayor porcentaje de
infección (figura, 4), esto debido a que a mayor tiempo, las cepas se adaptan a las condiciones
ambientales y mayor es su desarrollo, T2 fue el que registro mayor porcentaje de infección con
35.55%, seguidos por T3, T4 y T5 con 31.11%, 23.70% y 29.63, respectivamente, T7
corresponde al testigo, el cual presentó los menores porcentajes de infección a los 20 y 40 días
después de la siembra, los cuales fueron alrededor del 16.29%. Se observó que T6 el cual
corresponde a glomus, presentó una infección a los 40 días después de la siembra con
alrededor de 5.77% el cual es el segundo más bajo junto con el testigo. Glomus es un
biofertilizante comercial a base de esporas puras de glomus intraradices. Sin embargo, como se
puede observar en la figura 14, no existió una simbiosis significativa entre estas esporas y las
raíces de vainilla por lo que se infiere que las esporas de hongos micorrízicos para la vainilla
son específicas para esta especie.
Figura 4. Infección micorrízica en la raíz de la vainilla biofertilizada con
cepas micorrizicas de diferente origen geográfico en invernadero, San
Rafael (T1), La Palapa (T2), Caracoles (T3), INIFAP (T4), Te limón (T5),
Glomus (T6), testigo (T7).
En otras plantas, como el cacao, se encontró infección semejante en el sistema radical desde
los 10 días de evaluación (Aguirre et al, 2007) así mismo en fríjol (Aguirre et al, 2002).Los
hongos micorrízicos arbusculares contribuyen significativamente en la productividad de los
cultivos, ya que intervienen en el ciclo de nutrimentos especialmente del fósforo (Bonfante,
1987; Ozinga et al; 1997).
El contenido de fósforo en plantas de vainilla fue muy variable, ya que T2, T4 Y T5 presentaron
una tendencia ascendente de los 20, 40 y 60 días después de la siembra; siendo los mayores
porcentajes de fósforo a los 60 días. Sin embargo en T6 y T7 el comportamiento fue
descendente, registrándose los menores porcentajes de fósforo a los 60 días (figura, 5).
Figura 5. Contenido de fósforo en raíces de vainilla biofertilizada con cepas
micorrizicas de diferente origen geográfico en invernadero.
En trabajos con otras especies, se ha registrado que las micorrizas favorecen la acumulación
del fósforo por las raíces (Aguirre, 2006; Aguirre y Kohashi, 2002; Aguirre et al; 2007), sin
embargo, en el presente trabajo no hay tal evidencia, ya que se esperaba que entre mayor
infección de hongos micorrízicos mayor sería el contenido de fósforo en las plantas de vainilla.
En relación a la producción de biomasa se encontró también un comportamiento muy variable
(figura, 6), siendo estas diferencias significativamente diferentes al 0.05 (cuadro 1) sin embargo
no hubo una tendencia que a mayor infección de micorrizas en raíz de vainilla mayor producción
de biomasa, esto debido a que los muestreos se realizaron a los 20, 40 y 60 días y el
establecimiento completo de una planta de vainilla es hasta de 360 días aproximadamente, por
lo que es necesario realizar muestreos con mayor número de días después de la siembra ya
que existe la evidencia en otras especies como cacao y café que los resultados han sido
significativos hasta los 90 días después de la siembra (Moroyoqui et al, 2002; Aguirre et al,
2007).
Figura 6. Producción de biomasa de la vainilla biofertilizada con cepas
micorrizicas de diferente origen geográfico e invernadero.
Cuadro 1. Medias de biomasa aérea a los 20, 40 y 60 días después de la siembra en vainilla.
Tratamiento
1
2
3
4
5
6
7
Media
1.6917
1.783
2.2897
2.0410
3.8640
1.8043
1.9033
Agrup. Tukey
B
B
B
B
A
B
B
Media
1.6103
1.4330
1.3847
2.6650
2.0510
1.9077
2.0770
Agrup. Tukey
AB
AB
B
A
AB
AB
AB
Media
2.4380
2.6610
2.3520
1.5110
1.7607
2.2500
2.5060
Agrup. Tukey
AB
A
AB
B
AB
AB
A
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes al 0.05.
El número de esporas encontradas en el suelo a los 60 días después de la siembra en plantas
de vainilla (figura, 7), se encontró que T5 fue el que presento mayor número de esporas, con
8,978 esporas/g de suelo, seguido de T6, T1 y T2 con 4,356, 4,267 3,644 esporas/g de suelo
respectivamente. T3, T4 y T7 fueron los que presentaron las menores cantidades de esporas
con 1956, 1422 y 1244 esporas/g de suelo respectivamente, T5 presento correspondencia de
muchas esporas en suelo y alto porcentaje de infección en raíz. Sin embargo, hubo tratamientos
como T6 que presentaron alto número de esporas en suelo y bajo porcentaje de infección
micorrízica, estas diferencias fueron estadísticamente diferentes con P ≤ 0.05 (cuadro 2) esto
nos indica que las esporas de T6 no realizan simbiosis con las raíces de vainilla. Tratamientos
como T2, T3, T4 y T7 presentaron bajo número de esporas en suelo y alto porcentaje de
infección en raíz, esto posiblemente debido al tipo de infección donde las esporas podrían ser
del tipo endomicorrízico.
Figura 7. Número de esporas encontradas en suelo a los 60 días
después de la siembra e inoculación de los esquejes de vainilla.
Cuadro 2. Medias esporas encontradas a los 60 días después de la siembra e inoculación de
los esquejes de vainilla.
Trat
Media
Agrup. Tukey
1
60356
AB
2
62489
AB
3
69067
AB
4
39911
B
5
71289
AB
6
109600
A
7
10044
B
Medias con la misma letra no son significativamente diferentes al 0.05.
Existen evidencias en algunas comunidades vegetales, que diversas especies de hongos son
capaces de promover en forma diferencial el desarrollo vegetal de las plantas. Existen además
observaciones que demuestran la compatibilidad funcional entre las plantas y ciertas especies
de hongos. Un sistema radical es típicamente colonizado por más de una especie de micorrizaarbuscular (Bethlenfalvay et al., 1992) pero la respuesta del hospedero es diferente entre las
especies de hongos (Carling y Brown, 1979) y además tienen una respuesta diferencial a los
aislamientos geográficos cuando se inocula una misma especie (Bethlenfalvay et al., 1992).
La densidad de las esporas en el suelo y la diversidad de especies son muy variables. En
algunos hábitats las esporas no se encuentran en todas las fases estacionales
correspondientes a la fenología de la planta, y aun así muchas veces también se encuentran en
números muy bajos (1-5 esporas g-1 suelo), y a veces se encuentran en gran numero. Por
ejemplo, Sutton y Barron (1972) encontró en campos de cultivo agrícola de Ontario, Canadá, un
numero de 9 y 89 esporas g-1, y altos valores fueron en la estación cuando las plantas llegan a
la madurez.
En algunos casos, la densidad de las esporas se relaciona con la extensión o el grado de
colonización, ambos se incrementan en la estación de crecimiento de las plantas anuales. Pero
esto no siempre se cumple, ya que Louis y Lim (1987) observaron una relación inversa entre la
densidad de esporas y la colonización en cuatro sitios de bosque tropical húmedo, siendo el
número de esporas escaso, aún cuando la colonización se incrementaba, de manera que no
encontraban correlación entre la población de esporas y la infectividad.
El micelio externo es importante en la producción de esporas, y para translocar a ellas grandes
cantidades de carbohidratos, adicionando así la biomasa fúngica en el suelo. Es difícil hacer
inferencias de las poblaciones de esporas en el suelo, y su relación con la colonización de
raíces, o verificar los factores que afectan directamente la producción de esporas, pero algunos
experimentos con plantas anuales, indican que la producción de esporas se incrementa a lo
largo que la planta madura durante su crecimiento (Giovannetti, 1985). En algunos casos, existe
un descenso en el numero de esporas durante la estación temprana de crecimiento de la planta,
pero este número aumenta a la vez que la planta madura (Saif, 1977).
Khan (1974), realizó un estudio donde evaluó la presencia ausencia de hongos micorrizicos
arbusculares y de esporas en el suelo de las raíces de plantas crecidas bajo condiciones
naturales, los datos reflejan la evidencia de la degradación de la infección micorrízica arbuscular
bajo diferentes condiciones de hábitat.
CONCLUSIÓNES
Bajo las condiciones edafoclimaticas en que se llevo a cabo la presente investigación, se
concluye que:
Se confirma la simbiosis vainilla-hongos micorrízicos en las diferentes regiones ecológicas
donde se cultiva la vainilla en México.
Existe un incremento diferencial en la infección radical y el número de esporas en la
inducción del desarrollo vegetal de la planta huésped utilizada en el incremento del
inoculo que sugiere cierta especificidad entre la vainilla y los hongos micorrízicos aislados
de vainilla y otros cultivos.
Se establece la importancia de los hongos micorrízicos en el desarrollo vegetal de la
vainilla y la transportación de fósforo y una respuesta diferencial entre las colectas de
diferente origen geográfico.
LITERATURA CITADA
Aguirre-Medina, J. F. y J. Kohashi-Shibata. 2002. Dinámica de la colonización micorrizica y su
efecto sobre los componentes del rendimiento y el contenido de fósforo en frijol común.
Agricultura Técnica en México. Vol 28 (1): 23-33.
Aguirre-Medina, J.F.2006. Biofertilizantes microbianos: experiencias agronómicas del INIFAP en
México libro técnico Num.2. Instituto Nacional de Investigaciones Forestales Agrícolas y
Pecuarias. Campo Experimental Rosario Izapa, Tuxtla Chico, Chiapas México. 201p.
Aguirre-Medina, J. F., A. Mendoza-López, J. Cadena-Iñiguez y Avendaño-Arrazate, C. 2007. La
Biofertilizaciòn del cacao (Theobroma cacao) L. en vivero con (Azospirillum brasilense) Tarrand,
Krieg et Döbereiner y (Glomus intraradices) Schenk et Smith. Interciencia. 32 (8): 1-6.
Azcón-G. Aguilar C. y Barea, J.M. 1980. Micorrizas. Investigación y Ciencia. Barcelona, España.
47: p. 8-16.
Barea, J. M. and C. Azcón-Aguilar. 1983. Mycorrhiza and their significance on nodulating
nitrogen fixing plants. Adv. Agron., 36: 1-54.
Bethlenfalvay , G.J. 1992. Vesicular- arbuscular mycorrhizal fungi in nitrogen-fixing legumes:
problems and prospect. Methods Microbiol. 24, 375, 389.
Black, R. y Trinker, P.B. 1979. “The develovment of endomycorrhizal root sistems. II. Effect of
agronomic factors and soil conditions on the development of vesicular arbuscular mycorrhizal
infection in barley and on spore density”. New Phytol. 83: 401-413.
Bonfante-Fasolo, P. 1987. Vesicular arbuscular mycorrhizae: fungus plant interactions at the
celular level. Symbiosis.3:249-268.
Day, L.D., Sylvia, D.M., y Collins, M.E. (1987). Interactions among vesicular-arbuscular
mycorrhizae, soil and landscape position. Soil science Society of American Journal, 5, 635-639.
Duke, E.R., C.R. Johonson. y K.E. Koch. 1986. Accumulation of phosphorus, dry matter and
betaine during NaCl stress of split root citrus seedling colonized with vesicular-arbuscular
mycorrhizal fungi in zero, one or two hale. New. Phytol. 104: p.583-590.
Gerdemann, J.W. and T.H., Nicolson (1963) Spores of mycorrhizal Endogone species extracted
from the soil by wet sieving and decanting.Trans Br Mycol Soc 46, 235-244).
Hepper, C.M. y Warner A. 1983. Role of organic matter in growth of vesicular-arbuscular
mycorrhizal fungus in soil. Trans. Br. Mycol. Soc. 81: 155-156.
Hernández Hernández, J.2005. Vainilla production in México. Resúmenes del III Congreso
Internacional de Vainilla, 15 y 16 de noviembre. Boca del Rio, Veracruz, México. Accesado 16
de septiembre de 2007. http://www.baktoflavors.com/vainilla2005/Hernandez_abstract.html.
Khan, G. A. 1974. The occurrence of mycorrizal in halophytes, hydrophytes and Xerophytes,
and of endogone spores in Adjacent Soil. Journal of General Microbiology. 81:7-14.
Moroyoqui-Ovilla, D. M. y Aguirre-Medina J. F. 2002. Avances en el desarrollo vegetativo del
café variedad oro azteca con diferentes sustratos y dos microsimbiontes en vivero.
Carling, D. E., Brown, M. F. y Brown, R. A. 1979. Colonization rates and growth responses of
soybean plants infected by vesicular-arbuscular mycorrhizasl fungi. Canadian Journal of Botany
57:1769-1772.
Curti D,E. 1981. Audiovisual del cultivo de la vainilla en la región de Papantla Veracruz.
Comisión nacional de fruticultura SARH. Jalapa Ver.
Giovannetti, M. 1985. Seasonal variations of vesicular- arbuscular mycorrhizas and
endogonaceous sorea in a maritime sand dune. Transactions of the British Mycological Society
84, 679, 684.
Hayman, D.S. 1982. Practical aspects of vesicular-arbuscular micorriza. In: Advances in
Agricultural Microbilogy. N.S. Subba Rao (Ed) . INH. New Delhi. P. 325-373.
Linderman, R.G. 1993. Effects of microbial interactions in the mycorrhizosphere of plant growth
and health. In: R. Ferrera-Cerrato y R. Quintero Lizaola (Eds.), Agroecología, Sostenibilidad y
Educación. Colegio de Postgraduados, Montecillo, Estado de México. pp 138-151.
Louis, I. y Lim, G. 1987. Spore density and root colonisation of vesicular-arbuscular mycorrhizas
in tropical soil. Transacfions of the British Mycological Society 88, 207-212.
Mosse, B. 1973. The role of mycorrhiza in phosphorus solubilisation. In: Furtado, J.S. (Ed.).
GIAM IV- Global Impacts of Applied Microbiology. Fourth International Conference. Sao Pablo,
Brazil. p. 543-561.
Ozinga, A.W. Andel J.V., and McDonnell-Alexander M.P. 1997.Nutritional Soil heterogeneity and
mycorrhiza as determinants of plant species diversity. Acta Bot. Neerl. 46 (3):237-254
Phillips JM, Hayman DJ (1970) Improved procedures for clearing and staining parasitic and
vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Trans. Br. Mycol. Soc.,
55: 158-161.
Plenchette C, Furlan V and Fortin JA. 1983. Growth responses of several plant species to
mycorrhizae in a soil of moderate P-fertility. Micorrhizal dependency under field conditions. Plant
and Soil 70:199-2009.
Reyes et al, 2008. Beneficiado tradicional de la vainilla, Puebla, México. 15 p.
Reddel, P., Spain A.V., and Hopkins M. 1997. Dispersal of spores of mycorrhizal fungi incats of
native mammals in tropical forest of northeastern Australian. Biotropical. 29(2): 184-192
Saif, S. 1977. The influence of stage of host development on vesicular arbuscular mycorrhizae
and endogonaceus spore population in field grown vegetable crops. I. Summer growncrops.
New Phytol 79: 341-348.
Sánchez, 1999. Endomicorrizas en agroescosistemas colombianos. Departamento de Ciencias
Basicas, Universidad Nacional de Colombia, Sede Palmira.
St. John, T.V., Coleman, D.C. y Reid, C.P.P. 1983. Association of vesicular-arbuscular
mycorrhizal (VAM) fungi with soil organic matter. Ecology 64, 957-959.
Sutton, J.C. Y Barron, C.L. 1972. Population dynamics of Endogone spores soil. Canadian
Jornal of Bofany 50, 1909-1914.
Tavares de Almeida, R, Freire V.F, and Vasconelos 1. 1987. Tipo de esporos de fungos
micorrizicos Va EM solos sob leguminosas arbóreas do estado do Ceara, Brasil. Cien. Agron;
Fortaleza 41- 51 pg.
Wallace, L.L. (1987). Effects of clipping and soil compactation on growth, morphology and
micorrhizal colonization of Schizachyrium scoparium, a C4 bunchgrass. Oecologia, 72, 423-428.
Warner, A. 1984. Colonization or organic matter by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi.
Trnas. Br. Mycol. Soc. 82(2): 352-354.