Download ESTIMACIÓN HISTOPATOLÓGICA DEL GRADO DE INFECCIÓN

ISSN 0568-3076
agron. 20(1): 7 - 16, 2012
ESTIMACIÓN HISTOPATOLÓGICA DEL GRADO DE INFECCIÓN
INDUCIDO POR Stagonospora nodorum (BERK.) CASTELLANI &
GERMANO EN PLÁNTULAS DE TRIGO (Triticum aestivum L.)
Santos Gerardo Leyva-Mir*, Elizabeth Cárdenas-Soriano**, Juan Manuel Tovar-Pedraza**,
Julio Huerta-Espino***, Héctor Eduardo Villaseñor-Mir***
* Departamento de Parasitología Agrícola, Universidad Autónoma Chapingo, Texcoco, Edo. de México, México.
** Fitopatología, Campus Montecillo, Colegio de Posgraduados, Montecillo, Texcoco, Edo. de México, México.
*** Campo Experimental del Valle de México, Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias, Coatlinchán, Texcoco, Edo. de México, México.
Correo electronico: jmtovar@colpos.mx
Recibido: 16 de diciembre; aprobado: 19 de diciembre de 2011
ResUMeN
aBstRaCt
Stagonospora nodorum, agente causal del tizón en glumas
y hojas del trigo, puede afectar todas las partes aéreas,
causando lesiones necróticas de forma lenticular rodeadas
por un halo amarillo-verdoso. La resistencia del trigo a S.
nodorum puede ser de tipo no específica para la raza y durable, dependiendo de varios componentes individuales de
resistencia parcial que pueden expresarse en planta adulta o
en plántula. En este estudio se estimó el grado de infección
en plántulas de cinco genotipos de trigo con diferente nivel
de resistencia al tizón de las glumas, mediante un análisis
histopatológico a través del tiempo, considerando los daños
en tejidos y la cantidad de colonización del hongo. El comportamiento de los genotipos fue diferente en plántula y
en planta adulta. Los genotipos BAU/TNMU y NG8675/
CBRD presentaron el mayor daño en sus tejidos a las 24
h después de la inoculación y con mayor colonización por
el hongo, siendo por lo tanto los más susceptibles. Los
genotipos THB/MAYA, BATÁN F-96 y REBECA F2000
mostraron diferente grado de resistencia, entre ellos THB/
MAYA fue el menos resistente. Basado en los diferentes
tiempos en que se registró la colonización por el hongo,
no se observaron respuestas de resistencia estructurales o
químicas a la infección en ningún genotipo, infiriéndose
que la resistencia en plántula está dada en la etapa previa
a la penetración.
HistOPatHOLOGiCaL estiMatiON
OF iNFeCtiON DeGRee iNDUCeD BY
stagonospora nodorum (BeRK.) CasteLLaNi &
GeRMaNO iN WHeat (triticum aestivum L.)
seeDLiNGs
Palabras clave: Phaeosphaeria nodorum, resistencia,
patogénesis, tizón de glumas.
Stagonospora nodorum, the causal agent of wheat glume and
leaf blotch can affect all aerial parts causing lens-shaped
necrotic lesions surrounded by a yellow-greenish halo. The
resistance of wheat to S. nodorum can be non-specific to
race and durable, depending of several individual components of partial resistance that can be expressed in
adult-plant or seedling. In this study, the infection degree
in wheat seedlings of five genotypes with different level of
resistance to S. nodorum was estimated by a histopathological analysis considering the damage in tissues and amount
of fungal colonization. The behavior of genotypes in
seedlings and adult-plant was different. The BAU/TNMU
and NG8675/CBRD genotypes showed the highest tissue
damage and the largest colonization 24 h after inoculation
and were considered the most susceptible. The THB/
MAYA, BATÁN F-96 and REBECA F2000 genotypes
showed different resistance degrees, THB/MAYA was
the less resistant. Based on different times in which fungal colonization was recorded, structural and chemical
responses of resistance to the infection were not observed
in any genotype, inferring that resistance in seedlings is
carried out in the phase prior to penetration.
Key words: Phaeosphaeria nodorum, resistance, pathogenesis,
glume blotch.
8
Santos Gerardo Leyva-Mir, Elizabeth Cárdenas-Soriano, Juan Manuel Tovar-Pedraza et al.
iNtRODUCCiÓN
Stagonospora nodorum (Berk.) Castellani & Germano
[Teleomorfo: Phaeosphaeria nodorum (Müller)
Hedjaroude], agente causante del tizón en glumas y
hojas, puede atacar todas las partes aéreas de la planta
de trigo. Cuando los nudos son afectados, la paja se
dobla, el tallo se rompe a este nivel y se produce el
acame de las plantas (Bergstrom, 2010). La infección
en el follaje y espiga puede reducir el rendimiento,
ya que al quedar infectada la espiga, la semilla es
afectada. Esto es importante debido a que la semilla
es el medio de transmisión primaria del patógeno.
La infección se puede producir en cualquier etapa
fenológica de las plantas, desde la germinación de la
semilla hasta la planta adulta. Al germinar las semillas
infectadas, los coleóptilos emergen con lesiones
de color castaño (Babadoost & Hebert, 1984). Los
síntomas que induce el hongo en plantas adultas son
lesiones necróticas de forma lenticular, rodeadas por
un halo amarillo-verdoso; en el centro se observan los
picnidios, siendo estos más frecuentes en las lesiones
de los tallos, vainas y glumas que en las lesiones de
las hojas. Estos síntomas aparecen entre los 7-14 días
después de la infección, en donde la temperatura y la
humedad tienen una función clave en el periodo de
latencia del hongo (Eyal et al., 1987).
Baker & Smith (1978), observaron en microscopía de
luz y microscopía electrónica de barrido, secciones
de hojas de plantas de trigo resistentes [Engelen 565
(Zorba)] y susceptibles (Maris Ranger) inoculadas in
vitro con S. nodorum (aislamiento S20/72), encontrando
en el cultivar resistente, a las 24 h, gran cantidad
de conidios germinados y a las 48 h el apresorio se
observó en las uniones de las células epidérmicas.
Karjalainen & Lounatmaa (1986) indicaron que la
penetración del hongo a la planta es directa por las
paredes periclinales de las células epidérmicas. A las
72 h los espacios intercelulares de la subepidermis se
observaron de color castaño y hubo necrosis, no así
en la epidermis; con el transcurso del tiempo el color
castaño se extendió hasta alcanzar las nervaduras, sin
que los haces vasculares cambiaran su color. En el
cultivar susceptible, encontraron que el tiempo de
germinación fue el mismo, solo que se notó mayor
penetración y la coloración castaña no se restringió
a los espacios intercelulares de la subepidermis, sino
que cubrió a las células. La colonización del micelio
después de las 72 h de inoculación fue abundante
ínter e intracelularmente; las hifas se ramificaron y
estuvieron asociadas a la pared celular.
Se ha encontrado que el hongo induce compuestos
fitotóxicos, tales como la septorina y la ocracina,
los cuales pueden inducir los síntomas de la
enfermedad. La septorina, redujo el crecimiento
de las plántulas de la variedad susceptible Etoile y
afectó las mitocondrias provocando alteraciones en
la actividad respiratoria, similares a las que causa el
2-4 Dinitrofenol (Bousquet et al., 1980; Eyal, 1999).
La ocracina, también afecta el crecimiento de las
plántulas de trigo, inhibe la fotosíntesis y disminuye
la apertura de estomas al impedir la asimilación del
CO2 (Essad & Bousquet, 1981).
En las interacciones patógeno-hospedante, se han
identificado componentes de resistencia parcial,
estos son: 1) frecuencia de infección; 2) periodo de
latencia; 3) tamaño, forma y velocidad de desarrollo
de las lesiones; y 4) formación de esporas y manera
de multiplicarse; al parecer estos son procesos
fisiológicos, regulados genéticamente y quizás sean
independientes (Parlevliet, 1979). En tanto, Jones
et al. (1985), mencionaron que la resistencia del
trigo a S. nodorum puede ser de tipo no específica
para la raza y, si bien es duradera, depende de
varios componentes individuales de resistencia
parcial: la resistencia a la infección, la resistencia a
la colonización y la resistencia a la reproducción;
si todos los componentes actúan en conjunto, se
reduce la severidad de la enfermedad y aumenta
el rendimiento. Eyal et al. (1987) indicaron que es
importante evaluar el grado de infección para valorar
la respuesta del germoplasma al agente inductor de
la enfermedad, así como el estado de desarrollo de
la planta en que se hace el registro. Por lo anterior,
el objetivo de este estudio fue determinar mediante
Estimación histopatológica del grado de infección inducido por Stagonospora nodorum (Berk.)...
un análisis histopatológico, el grado de infección de
Stagonospora nodorum en plántulas de cinco genotipos
de trigo, con la finalidad de estimar la resistencia y
susceptibilidad al tizón de las glumas.
MateRiaLes Y MÉtODOs
Aislamiento y purificación del hongo
Se colectaron hojas de trigo con el síntoma de tizón,
lesiones color amarillo pálido y con puntos negros
que corresponden a picnidios del hongo; en campos
de trigo localizados en Toluca, Estado de México,
México. El aislamiento del hongo se obtuvo a partir
de fragmentos de hojas enfermas desinfestadas en una
solución de hipoclorito de sodio al 0,5% + alcohol
etílico al 5%. Los fragmentos se sumergieron por 3 min
en la solución, colocándolos después en cajas Petri con
medio de cultivo agar-agua (AA) al 2% y se incubaron
en una cámara de crecimiento (Percival Boone Iowa
50036®, USA) a 20°C, con un fotoperíodo de 12 h de
luz blanca fluorescente fría / 12 h de oscuridad durante
5 días. Al observar el cirro formado en los picnidios,
estos se transfirieron a medio de cultivo lima-beanagar (LBA) (Difco®, USA) con una aguja estéril. Cinco
cultivos monoconidiales se obtuvieron mediante la
transferencia de esporas germinadas en medio de
cultivo AA a cajas Petri con medio LBA fresco.
Identificación morfológica
agron. 20(1): 7 - 16, 2012
A partir de los picnidios desarrollados en los tejidos
vegetales, se realizaron preparaciones semipermanentes
en glicerol al 10% y se analizaron en un microscopio
compuesto a 400 X. Se registró la forma y tamaño de
20 picnidios y 100 conidios. Los caracteres registrados
se compararon con las descripciones especializadas de
Cunfer & Ueng (1999) y Bergstrom (2010).
incremento y preparación del inóculo
Para incrementar el inóculo, se transfirieron discos de
agar con un aislamiento monoconidial de S. nodorum
a 20 cajas Petri con medio de cultivo LBA fresco y
9
se incubaron en una cámara bioclimática a 20°C con
un fotoperíodo de 12 h luz blanca fluorescente / 12
h de oscuridad, hasta obtener abundante producción
de picnidios. Posteriormente, se realizó un raspado
superficial de los picnidios y se colocó en un litro de
agua destilada estéril con 3 mL de surfactante (Sigma,
Tween 20®, USA). La suspensión de conidios se ajustó
con un hematocitómetro (Bürker®, Alemania) hasta
la obtención de una concentración de 1 x 106 esporas
mL-1 de agua.
Inoculación del hongo
En macetas de plástico con suelo desinfestado (1 kg),
se sembraron cinco genotipos de trigo (REBECA
F2000, BATÁN F-96, THB/MAYA, BAU/TNMU y
NG8675/CBRD) con diferente grado de resistencia
a S. nodorum, en un diseño completamente al azar con
cinco repeticiones. La inoculación conidial se realizó
según el procedimiento descrito por Kim et al. (2004),
con algunas modificaciones. Veinticinco plántulas
de cuatro semanas de edad se asperjaron con la
suspensión de esporas, hasta quedar completamente
humedecidas y se colocaron en una cámara de
crecimiento con una humedad relativa de 100%,
mediante un humidificador (Samsung 820A®) durante
siete días, tiempo transcurrido hasta la aparición del
síntoma de necrosis en las hojas. Adicionalmente, se
cultivaron tres plántulas de cada genotipo, las cuales
no se inocularon.
Preparación de muestras para estudios
histológicos
De cada uno de los cinco genotipos de trigo, se
colectaron hojas completas inoculadas y sin inocular,
y se colocaron en una solución fijadora a base de FAA
[etanol absoluto (500 mL), formaldehído (100 mL),
ácido acético glacial (50 mL) y agua destilada (350
mL)] durante 24 h. Las muestras se tomaron a las 6,
12 y 24 h después de la inoculación (ddi) y a partir de
este momento cada 24 h, durante siete días hasta que
las hojas presentaron necrosis. Una vez transcurrido
el tiempo de fijado, los tejidos se lavaron con agua
10
Santos Gerardo Leyva-Mir, Elizabeth Cárdenas-Soriano, Juan Manuel Tovar-Pedraza et al.
corriente. Para la infiltración en Paraplast (Sigma®,
USA), las muestras se colocaron en un procesador
automático de tejidos (Tissue-Tek II, modelo 4640B®, Japón), en donde la deshidratación se llevó a cabo
en una serie gradual de alcohol etílico (50, 70, 96 y
100%), después se transfirieron en etanol absolutoxileno (1:1), tres cambios de xileno, y la infiltración en
dos cambios de Paraplast; en cada solución el material
se mantuvo durante 2 h. Para la inclusión en Paraplast,
las muestras se retiraron del procesador automático y
se colocaron en moldes cúbicos de papel conteniendo
Paraplast fundido. El material incluido, se cortó en
un micrótomo rotatorio (Spencer, American Optical
modelo 820®, USA) en donde se obtuvieron cortes
transversales y paradermales de 8 mm de grosor, los
cuales se montaron en portaobjetos, colocándolos
previamente en un baño de flotación con agua caliente
(60ºC) y grenetina al 3%. Finalmente, los cortes se
desparafinaron en tres cambios con xileno (5 min cada
uno) e hidrataron con una serie gradual de alcohol
etílico (100, 96, 70 y 50%).
Los cortes paradermales y transversales se tiñeron con
safranina al 1% en alcohol etílico al 50% durante 2 h.
Posteriormente, los cortes se deshidrataron en una
serie gradual alcohol etílico al 50, 70, y 96% (3 min
en cada uno), seguido por la adición de cinco gotas
del colorante verde rápido al 1% en alcohol etílico
al 96% por 30 seg (Curtis, 1986). Finalmente, las
preparaciones se pasaron por un cambio de alcohol
etílico al 96 y 100%, tres cambios de xileno (3 min
en cada uno), y se montaron en resina sintética. Las
observaciones de las preparaciones histológicas se
realizaron en un microscopio compuesto (Ultraphot
II, Carl Zeiss®, Alemania).
ResULtaDOs Y DisCUsiÓN
Identificación del hongo
Los cinco aislamientos monoconidiales obtenidos
a partir de plantas de trigo con síntomas de tizón
presentaron colonias con crecimiento micelial color
blanco rosáceo y con formación abundante de
picnidios en el medio de cultivo LBA. En microscopía
de luz se observaron picnidios subglobososelipsoidales, café oscuros, de 175-200 µm de diámetro;
conidios hialinos, cilíndricos, 2-4 x 17-25 µm,
septados (1-3), rectos o ligeramente curvados y con
bordes redondeados. Las características culturales y
morfológicas del estado asexual coincidieron con las
reportadas por Cunfer & Ueng (1999) y Bergstrom
(2010) para el caso de Stagonospora nodorum.
Análisis histológico
Las secciones transversales y paradermales de hojas
sanas presentaron áreas con abundante cantidad de
cloroplastos y núcleos, así como haces vasculares bien
definidos (Figura 1 A-B). Mientras que, las secciones de
hojas inoculadas, mostraron que el tiempo que tardó
Stagonospora nodorum en establecerse intercelularmente e
intracelularmente en el mesófilo de las hojas y el grado
de daño, variaron en cada genotipo. En el genotipo
THB/ MAYA, se presentó el desarrollo del hongo
en el mesófilo de la hoja a las 24 h ddi, en dónde se
observaron áreas de células con pocos cloroplastos o
sin cloroplastos y sin núcleos, debido a su degradación
(Figura 2A). Las áreas con estas alteraciones a nivel
celular fueron aumentando de extensión (Figura 2B),
conforme trascurrió el tiempo de la infección. A las 72
h ddi, el hongo colonizó las células parenquimatosas de
los haces vasculares y se presentaron zonas de tejidos
necrosados (Figura 2C).
En los genotipos BATÁN F-96 y REBECA F2000, el
micelio se observó a las 48 h ddi, siendo a las 72 h ddi
más evidente su desarrollo en BATÁN F-96, así como
las áreas sin cloroplastos y núcleos, y en ninguno de
los dos genotipos se desarrolló el hongo en los haces
vasculares, ni se observaron zonas necróticas. Cabe
mencionar que en REBECA F2000, el crecimiento
del hongo fue escaso y atrofiado. En los genotipos
BAU/TNMU y NG8675/CBRD, el hongo se
observó a las 24 h ddi, siendo más abundante en
BAU/TNMU. En este genotipo y en este tiempo, se
observó una colonización más extensiva del hongo
Estimación histopatológica del grado de infección inducido por Stagonospora nodorum (Berk.)...
en las células del mesófilo, en comparación con el
genotipo TBH/MAYA. En BAU/TNMU el hongo
alcanzó el sistema vascular a las 48 h ddi, además
de presentar áreas sin cloroplastos y sin núcleos, así
como desorganización y colapso celular (Figura 2 D).
En el genotipo NG8675/CBRD, la invasión de los
haces vasculares ocurrió a las 72 h ddi. Finalmente,
la necrosis se manifestó en BAU/TNMU a los 5
días (Figura 2E) y en NG8675/CBRD a los 7 días.
Estas dos últimas condiciones podrían hacer menos
susceptible al genotipo NG8675/CBRD.
Las respuestas de las plántulas en los genotipos
REBECA F2000, BATÁN F-96 y THB/MAYA fue
diferente, esto sugiere que REBECA F2000 tiene
genes de resistencia que no permiten una infección
severa al inicio, ni un buen desarrollo posterior del
hongo o genes de susceptibilidad que se expresaron
en una susceptibilidad lenta o tardía. La manifestación
A temprana del hongo y de los daños en THB/
MAYA, la hacen menos resistente que BATÁN
F-96 y REBECA F2000 (Tabla 1). Las respuestas a
la infección del genotipo NG8675/CBRD mostró
que los genes que le confieren resistencia en planta
adulta no se expresan en plántula, lo mismo sucedió
con el genotipo BAU/TNMU, el cual se ha manejado
como medianamente resistente (Villaseñor-Mir et al.,
2011), sin embargo su comportamiento en plántula
fue de susceptibilidad (Tabla 1). La necrosis temprana
en THB/MAYA y NG8675/CBRD evidencia la
participación de varios genes y su expresión en
momentos diferentes de la patogénesis. Como se
mencionó, existen varios componentes de resistencia
parcial que pueden dar una resistencia duradera, por
ello las diferencias encontradas en colonización y
daños en los cinco genotipos. La necrosis en THB/
MAYA puede estar limitando el crecimiento del
hongo, no así en BAU/TNMU y NG8675/CBRD.
B cm n hv hv cl cl n Figura 1. Fotomicrografías de cortes histológicos de hojas sanas de trigo genotipo THB/MAYA. a) Sección transversal
y B) Sección paradermal mostrando cloroplastos (cl), núcleos (n), haces vasculares (hv) y células del mesófilo
(cm). Barras = 50 µm.
agron. 20(1): 7 - 16, 2012
11
12
Santos Gerardo Leyva-Mir, Elizabeth Cárdenas-Soriano, Juan Manuel Tovar-Pedraza et al.
A B cm hi C D an E F hi an Figura 2. Fotomicrografías de cortes histológicos de hojas de trigo de genotipos THB/MAYA, BAU/TNMU y BATÁN F-96
infectados artificialmente con Stagonospora nodorum. a) Sección transversal del genotipo THB/MAYA mostrando
degradación de paredes celulares e hifas del hongo (hi) desarrollandose intercelularmente e intracelularmente a
las 48 h después de inoculación (ddi). B) Sección transversal del genotipo THB/MAYA y C) Genotipo BATÁN
F-96 mostrando celulas del mesófilo (cm) sin cloroplastos y núcleos. D) Sección paradermal del genotipo THB/
MAYA con área necrosada (an) a las 72 h ddi. e) Sección transversal del genotipo BAU/TNMU mostrando hifas
del hongo dentro de vasos del xilema y floema a 5 días después de inoculación (ddi). F) Sección paradermal del
genotipo BAU/TNMU mostrando área necrótica a 5 ddi. Barras = 50 µm.
Estimación histopatológica del grado de infección inducido por Stagonospora nodorum (Berk.)...
13
tabla 1. Grado de resistencia por estimación de daños histológicos, de cinco genotipos de trigo en estado de plántula
inoculados con Stagonospora nodorum
GRaDO De ResisteNCia
GeNOtiPO
Plántula*
Planta adulta
Medianamente resistente
Medianamente resistenteA
Resistente
Medianamente resistenteB
Poco resistente
Medianamente resistenteC
BAU/TNMU
Susceptible
ResistenteC
NG8675/CBRD/MILAN CMSS95Y02978S0100Y-0200M-17Y-010M-3Y-030M-ISJ-0Y
Susceptible
ResistenteC
BATÁN F-96
REBECA F2000
THB/MAYA/NAC/3/RABE/4MILAN
CMSS92Y02157T-50Y015M-010Y-8M-0Y2SJ-0Y
agron. 20(1): 7 - 16, 2012
*
En este estudio; A Villaseñor-Mir & Moreno-Gálvez (1998); B Villaseñor-Mir et al. (2004); C Villaseñor-Mir et al. (2011).
Bird & Ride (1981) y Keon & Hargreaves (1984)
reportaron la inducción de lignina en las paredes
epidérmicas y en el citoplasma durante la infección
por S. nodorum. Sin embargo, en los genotipos de este
trabajo, no se encontraron respuestas estructurales
ni químicas de resistencia a la infección, ya que al
observar los cortes, no se evidenció la inducción de
papilas, depósitos de calosa, lignina o polifenoles
en las paredes celulares o en el citoplasma. Aunque,
en algunos genotipos y no de manera constante, se
observaron depósitos de color rojo en los vasos del
xilema considerados como polifenoles por la reacción
con la tinción safranina-verde rápido. Por otra parte,
no hubo reacción de hipersensibilidad, ni necrosis
temprana, lo que sí se ha encontrado en plantas
adultas de trigo resistentes a Septoria tritici Roberge en
Desmaz [Teleomorfo: Mycosphaerella graminicola (Fuckel)
J. Schröt. en Cohn] (Cárdenas-Soriano et al., 2003) y en
plantas de trigo [Engelen 565 (Zorba)] resistente a S.
nodorum (Baker & Smith, 1978), considerando que en
estos casos la necrosis es la que impide el avance del
hongo, limitando la infección.
Los daños celulares inducidos por S. nodorum en
plántulas de trigo son semejantes a los inducidos por S.
tritici en planta adulta, tal es el caso de la degradación de
cloroplastos y núcleos, quedando áreas claras de células
sin ningún organelo, las células se desorganizan y en
ocasiones sus paredes se degradan. Esta degradación
pudiera ser el resultado de la actividad de las enzimas
o los compuestos fitotóxicos que produce el hongo.
Magro (1984) y Lehtinen (1993) encontraron que,
durante los procesos de infección en hojas de trigo,
S. nodorum produce enzimas degradadoras de la pared
celular: endo-poligalacturonasa (PG), xilanasas (XY)
y celulasas (CX). En las interacciones en estudio,
la degradación de las paredes celulares no fue muy
evidente, por lo que se cree que el aislamiento del
hongo que se utilizó en esta investigación, podría
producir enzimas degradadoras de paredes celulares
pero su efecto es mínimo, no obstante que los tejidos
fueron jóvenes. Se ha determinado que la toxina
ocracina afecta la fotosíntesis, una de las alteraciones
iniciales a los tejidos infectados fue la degradación de
los cloroplastos, proceso por el cual se estaría afectando
a la fotosíntesis y quizás esté involucrada la toxina. Kent
& Strobel (1976) indicaron que la escasa o abundante
presencia del hongo, determinan los niveles de toxinas
que se producen en el hospedante y de ello depende
el grado de infección o daño.
14
Santos Gerardo Leyva-Mir, Elizabeth Cárdenas-Soriano, Juan Manuel Tovar-Pedraza et al.
En este estudio, se infiere que la resistencia en plántula
se lleva acabo en la etapa de pre-penetración, por los
diferentes tiempos en que se observó la colonización
del hongo en los tejidos de las plántulas. En BAU/
TNMU y NG8675/CBRD, debido a que el hongo
colonizó tempranamente y en abundancia, se piensa
que los procesos de pre-penetración (germinación,
dirección del tubo germinativo e inducción de
apresorio) fueron rápidos. En THB/MAYA, fueron
menos rápidos, seguido de BATÁN F-96 y REBECA
F2000. Bird & Ride (1981) indicaron que en la
interacción trigo-S. nodorum existe resistencia a la
longitud del tubo germinativo, dado que en plantas
resistentes encontraron que la extensión del tubo
germinativo en la superficie del hospedante fue más
lenta que en plantas susceptibles, este mecanismo se
expresa al menos 48 h después de que la espora tiene
contacto con la hoja. Además, se ha mencionado
que las plántulas de trigo tienen un compuesto
anti-fúngico denominado benzoxazinona, que
inhibe al tubo germinativo o su crecimiento (Baker
& Smith, 1977). Sin embargo, pueden presentarse
otros estímulos negativos que influyen y por ello
presentarse una baja germinación de los conidios
y poca penetración. La topografía de la superficie
limita el avance del tubo germinativo y por lo tanto
no todos logran alcanzar las uniones de las paredes
celulares donde se induce el apresorio. Todas estas
fallas trópicas trascienden de manera importante
en los componentes de resistencia: frecuencia de
infección y periodo de latencia.
CONCLUsiONes
Con base en el tiempo que tardó Stagonospora nodorum
en establecerse en las hojas de las plántulas de los
genotipos de trigo y el grado de daño inducido, se
infiere que las plántulas del genotipo THB/MAYA
tienen genes de resistencia que se expresaron más
tardíamente que en BATÁN F-96 y REBECA F2000,
en cambio en estos dos últimos genotipos, los genes
de resistencia que contienen, se expresan durante
todo el tiempo que se evaluó la infección (7 ddi).
En las plántulas de los genotipos BAU/TNMU y
NG8675/CBRD se supone que no se expresaron los
genes de resistencia durante el tiempo de evaluación,
ya que la colonización del hongo y los daños a
los tejidos fueron más severos desde las primeras
etapas de infección. De acuerdo a la presencia del
hongo y daños celulares, las plántulas de BAU/
TNMU y NG8675/CBRD son susceptibles, THB/
MAYA poco resistente, BATÁN F-96 medianamente
resistente y REBECA F2000 altamente resistente,
ya que expresó mayor resistencia a la infección.
Se sugiere hacer un análisis de expresión de genes
para poder confirmar las aseveraciones basadas en
estimaciones histopatológicas.
Estimación histopatológica del grado de infección inducido por Stagonospora nodorum (Berk.)...
15
ReFeReNCias BiBLiOGRÁFiCas
Babadoost, M. & Hebert, T.T. 1984. Factors affecting infection of wheat seedlings by Septoria nodorum. Phytopathology. 74:592-595.
Baker, E.A. & Smith, I.M. 1977. Antifungal compounds in winter wheat resistant and susceptible to Septoria nodorum. Ann. Appl.
Biol. 87:67-73.
Baker, E.A. & Smith, I.M. 1978. Development of resistant and susceptible reactions in wheat on inoculation with Septoria nodorum.
Trans. British Mycol. Soc. 74:475-482.
Bergstrom, G.C. 2010. Stagonospora nodorum blotch and Stagonospora avenae blotch. pp. 75-77. In: Bockus, W.W., Bowden, R.L., Hunger,
R.M., Morrill, W.L., Murray, T.D. & Smiley, R.W. (eds.). Compendium of Wheat Diseases and Pest. Third Edition. APS Press, St.
Paul, Minnesota.
Bird, P.M. & Ride, J.P. 1981. The resistance of wheat to Septoria nodorum fungal development in relation to host lignification. Physiol.
Plant Pathol. 19:289-299.
Bousquet, J.F., Belhomme de Franqueville, H., Kollmann, A. & Fritz, R. 1980. Action de la septorine, phytotoxine synthétisée par
Septoria nodorum, sur la phosphorylation oxydative dans les mitochondries isolées de coléoptiles de blé. Can. J. Bot. 58:2575-2580.
Cárdenas-Soriano, E., Gilchrist-Saavedra, L.I. & Leyva-Mir, S.G. 2003. Histopatología del tizón foliar del trigo en 13 líneas de trigo
inducido por Septoria tritici. Rev. Mex. Fitopatol. 21:137-142.
Cunfer, B.M. & Ueng, P.P. 1999. Taxonomy and identification of Septoria and Stagonospora species on small-grain cereals. Annu. Rev.
Phytopathol. 37:267-284.
Curtis, P.J. 1986. Microtécnica vegetal. Ed. Trillas, México.
Essad, S. & Bousquet, J.F. 1981. Action de l’ochracine, phytotoxine de Septoria nodorum Berk., sur le cycle mitotique de Triticum
aestivum L. Agronomie. 1:689-694.
Eyal, Z. 1999. The Septoria tritici and Stagonospora nodorum blotch diseases of wheat. Eur. J. Plant Pathol. 105:629-641.
Eyal, Z., Sharen, A.L., Presscot, J.M. & van Ginkel, M. 1987. Enfermedades del trigo causadas por Septoria: Conceptos y métodos
relacionados con el manejo de estas enfermedades. CIMMYT, México. D.F.
Jones, D.G., Paveley, N.D. & Glover, M.A. 1985. Cultivar/fungicide interactions in the resistance of wheat to Septoria nodorum. pp:
355-358. In: Fungicides for Crop Protection. BCPC Monograph No. 31.
Karjalainen, R. & Lounatmaa, K. 1986. Ultrastructure of penetration and colonization of wheat leaves by S. nodorum. Physiol. Mol.
Plant Pathol. 29:263-270.
Kent, S.S. & Strobel, G.A. 1976. Phytotoxin from Septoria nodorum. Trans. British Mycol. Soc. 67:354-358.
agron. 20(1): 7 - 16, 2012
Keon, J.P.R. & Hargreaves, J.A. 1984. The response of barley leaf epidermal cells to infection by Septoria nodorum. New Phytol.
98:387-398.
Kim, Y.K., Brown-Guedira, G.L., Cox, T.S. & Bockus, W.W. 2004. Inheritance of resistance to Stagonospora nodorum leaf blotch in
Kansas winter wheat cultivars. Plant Dis. 88:530-536.
Lehtinen, U. 1993. Plant cell wall degrading enzymes of Septoria nodorum. Physiol. Mol. Plant Pathol. 43:121-134.
Magro, P. 1984. Production of polysaccharide degrading enzymes by Septoria nodorum in culture and during pathogenesis. Plant Sci.
Lett. 37:63-68.
16
Santos Gerardo Leyva-Mir, Elizabeth Cárdenas-Soriano, Juan Manuel Tovar-Pedraza et al.
Parlevliet, J.E. 1979. Components of resistance that reduce the rate of epidemic development. Annu. Rev. Phytopathol. 17:203-222.
Villaseñor-Mir, H.E., Espitia-Rangel, E., Huerta-Espino, J., Gonzales-Iñiguez, R., Solis-Moya, E. & Peña-Bautista, J. 2004. Rebeca
F2000, nueva variedad de trigo para siembras de temporales favorables e intermedios en México. Rev. Fitotec. Mex. 27(3):285-287.
Villaseñor-Mir, H.E., Limón-Ortega, A., Rodríguez-García, M.F., Martínez-Cruz, E., Santa-Rosa, R.H. & Mariscal-Amaro, L.A.
2011. Evaluación bajo condiciones de temporal de variedades de trigo macarronero generadas para riego. Rev. Mex. Cienc. Agríc.
51(2):759-764.
Villaseñor-Mir, H.E. & Moreno-Gálvez, R. 1998. Bátan F-96, nueva variedad de trigo para siembras de temporal. Folleto Técnico
No. 8. Campo Experimental Valle de México, INIFAP. Chapingo, México.