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RIDASCREEN® Norovirus
3ra Generación
Art. n°.: C1401
R-Biopharm AG, An der neuen Bergstraße 17. D-64297 Darmstadt, Alemania
Teléfono: +49 (0) 61 51 81 02-0 / Fax: +49 (0) 61 51 81 02-20
)
1. Área de aplicación
Para el diagnóstico in vitro. El test RIDASCREEN® Norovirus es un enzimoinmunoensayo para la
identificación cualitativa de Norovirus del genogrupo I y II en muestras de heces.
2. Resumen y explicación del test
El nombre Norovirus se asigna a un grupo de virus patógenos al humano que por su morfología
son, en primer lugar, virus pequeños de estructura redonda (SRSVs: small round structured
viruses) y se diferencian por tanto de los clásicos calicivirus. Éstos últimos obtuvieron su nombre
debido a la típica estructura de su superficie similar a cálices alineados (lat. calix = cáliz). Hoy en
día están clasificados los Norovirus junto a los clásicos calicivirus en la familia Caliciviridae.
Todos estos virus de estructura redonda pequeña (SRS) han sido nombrados según el lugar
donde se logró su primer aislamiento. Así surgió el nombre de Norwalk-like para todos los virus
aislados en los brotes de gastroenteritis y se refiere al primer aislamiento de los virus
denominados como SRSV en la ciudad de Norwalk en el estado federal de Ohio en el año 1972.
De esa manera se convirtió el virus Norwalk en el prototipo de los actuales Norovirus. En
analogía con esta premisa se denominó a los posteriores virus aislados como agente Snow
Mountain, agente Hawaii, agente del condado de Montgomery, etc. Conforme a una
reglamentación vigente del “International Committee on Taxonomy of Viruses (ICTV)” desde el
año 2002 se diferencian hoy en día en los calicivirus los dos géneros humanos de Norovirus y
Sapovirus. Además existen dos géneros patógenos para los animales. Actualmente no es
posible responder a la interrogante de en qué medida afecta la transmisión de los calicivirus de
los animales al hombre. En todos estos virus se destaca su característica de ser virus de DNA
monocatenario icosaédrico, cuyo cápside consiste esencialmente en múltiples copias de una
sola proteína estructural, y que además todos son no-cultivables. Ellos provocan tanto
infecciones aisladas como brotes de gastroenteritis involucrando a personas de todos los grupos
de edades. De estos virus el género Norovirus es el causante principal que aventaja con
distancia a todos los demás en cantidad de casos provocados de gastroenteritis no bacteriana.
Según las evaluaciones filogenéticas actuales los Norovirus se clasifican en tres niveles. De
acuerdo con esto los 29 genotipos (cluster) conocidos se dividen en 5 genogrupos que de nuevo
pueden tener una cantidad numerosa de cepas. Hasta ahora se han descrito como patógenos
humanos solamente los representantes del genogrupo 1 (GGI) con 8 genotipos y del genogrupo
2 (GGII) con 17 genotipos. Los 4 genotipos restantes se distribuyen entre los genogrupos 3 al 5.
Una gastroenteritis provocada por Norovirus se manifiesta por fuertes náuseas, vómitos severos
y diarreas intensas. El tiempo de incubación oscila entre 6 y 48 horas, aunque los síntomas
pueden mantenerse después entre 12 - 60 horas. La dosis de infección con solo 100 partículas
virales resulta ser extremadamente baja, lo que brinda las condiciones para una propagación
muy efectiva de persona a persona.
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Debido a que el virus se secreta tanto con las heces como en los vómitos, se conceptúa además
de la transmisión fecal-oral, también la aerógena como significativa por la formación de
aerosoles que contienen el virus. Esto se demuestra en la diseminación tan rápida que ocurre
con frecuencia en las instituciones colectivas.
Independiente de algunas excepciones la secreción del virus se mantiene alrededor de
2
semanas y entraña por consiguiente riesgos adiciones de diseminación. Las reinfecciones son
posibles ya que justamente la marcada variabilidad de los Norovirus no permite una inmunidad
integral. El diagnóstico llevado a cabo casi siempre sustentado en el examen de las heces está,
junto a la microscopía electrónica, limitado esencialmente a la identificación del genoma
molecular mediante PCR. A causa de lo relativamente costoso de estos métodos y que
requieren especialización y equipamiento técnico, resulta desde hace tiempo deseable que se
disponga de un test más sencillo y rápido de cribado. Con el presente ELISA, que ha sido
perfeccionado en su tercera generación, se cumple en gran medida con esta necesidad. El test
RIDASCREEN® Norovirus ELISA con anticuerpos monoclonales posibilita una detección
altamente específica y sensible de los Norovirus de ambos genogrupos. A diferencia, por
ejemplo de las infecciones con Rotavirus, la carga viral en las heces de enfermos con
infecciones agudas de Norovirus es inferior en 4 a 6 potencias de diez, de forma que resulta
especialmente importante poder obtener las muestras de heces a la mayor brevedad en el
mismo lugar de ocurrencia del proceso patológico.
3. Fundamento del test
En el test RIDASCREEN® Norovirus se emplean anticuerpos monoclonales específicos en un
procedimiento sándwich. La superficie de la cavidad de la microplaca está recubierta con
anticuerpos específicos contra antígenos de diferentes genotipos. Se pipetea a temperatura
ambiente (20 – 25 °C) una suspensión de la muestra de heces a analizar, así como de los
controles junto con anticuerpos monoclonales anti-Norovirus biotinilados (conjugado 1), a la
cavidad para realizar la incubación en la microplaca. Después de un paso de lavado se adiciona
un conjugado de estreptavidina con peroxidasa (conjugado 2) y se incuba nuevamente a
temperatura ambiente (20 – 25 °C). Si hay Norovirus presente en la muestra de heces se forma
un complejo sándwich entre los anticuerpos inmovilizados, los antígenos del Norovirus y los
anticuerpos conjugados del complejo biotina-estreptavidina-peroxidasa. La fracción no enlazada
del conjugado de estreptavidina-peroxidasa se elimina en un paso posterior de lavado. Después
de añadir el sustrato, si la muestra es positiva, la enzima enlazada transforma el color de la
solución en las cavidades de la microplaca de incolora hacia el azul. Mediante la adición de
reactivo de parada se lleva a cabo un cambio de color del azul al amarillo. La absorbancia es
proporcional a la concentración de Norovirus en la muestra.
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4. Contenido del envase
Los reactivos de un envase alcanzan para 96 determinaciones
Plate
96
determ.
Microplaca de titulación, 12 tiras de microtitulación (separables)
en marco de soporte; recubiertas con anticuerpos monoclonales
contra Norovirus
Diluent⎮1
100 ml
Buffer de dilución de muestras, solución de NaCl tamponada
con buffer de proteína; listo para el uso; teñido de azul
Wash
100 ml
Buffer de lavado, solución de NaCl tamponada con buffer de
fosfato (conc.10 veces); contiene Timerosal al 0,1 %
Control⎮+
1,8 ml
Antígenos recombinantes de Norovirus; listo para el uso
Conjugate ⎮1
10 ml
Anticuerpos conjugados con biotina contra Norovirus en solución
estabilizada de proteína; listo para el uso; teñido de azul
Conjugate ⎮2
10 ml
Conjugado estreptavidina-peroxidasa en solución estabilizada de
proteína; listo para el uso; teñido de rojo
Substrate
10 ml
Peróxido de hidrógeno / TMB; listo para el uso
Stop
6 ml
Reactivo de parada; solución 1 N de ácido sulfúrico; listo para el uso
5. Reactivos y su almacenamiento
Todos los reactivos se deben guardar entre 2 – 8 °C y pueden usarse hasta la fecha de
vencimiento impresa en las etiquetas. El buffer de lavado diluido se puede conservar 4 semanas
si se mantiene entre 2 – 8 °C. La contaminación microbiana se debe evitar. Después de la fecha
de vencimiento no se asumen garantías de calidad. La bolsa de aluminio se debe cortar con una
tijera de manera que el cierre no sea eliminado. Las tiras de microtitulación no usadas se deben
guardar de inmediato en la bolsa de aluminio cerrada y a temperaturas entre 2 – 8 °C. Se debe
evitar la incidencia directa de la luz sobre el sustrato incoloro para prevenir la descomposición o
su coloración de azul debido a la autoxidación. Si ocurre una coloración azul, no se deberá
utilizar el sustrato.
6. Reactivos adicionales necesarios – accesorios requeridos
6.1. Reactivos
-
Agua destilada o desionizada
6.2. Accesorios
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-
-
Tubos de muestra
Pipetas desechables (Art. n°.: Z0001)
Vibrador Vortex (opcional, véase 9.3.)
Micropipetas de 50 – 100 μl y de 1 ml de volumen
Probeta (1000 ml)
Cronómetro
Instrumento de lavado para las microplacas de titulación o pipetas multicanal (300 µl)
Fotómetro lector de microplacas de titulación (450 nm, eventualmente filtro de referencia
600 nm)
Papel de filtro (paños de laboratorio)
Recipiente de desechos con una solución de hipoclorito al 0,5 %
≥
7. Medidas de seguridad
Sólo para el diagnóstico in vitro.
Este test debe ser realizado solamente por personal calificado de laboratorio. Se deben observar
las líneas directivas de trabajo para laboratorios médicos. Las instrucciones para el uso del test
deben cumplirse estrictamente.
El control positivo que se encuentra en el kit contiene antígeno de Norovirus inactivado. No
obstante debe ser manejado, al igual que las muestras de los pacientes, como potencialmente
infeccioso de acuerdo a las reglamentaciones nacionales de seguridad.
No se debe pipetear las muestras o reactivos con la boca, así como también evitar el contacto
con piel lesionada o mucosas. Durante el trabajo con las muestras deben usarse guantes
desechables y lavar las manos después del test. En los locales donde se trabaje con las
muestras o reactivos de prueba no está permitido fumar, comer o beber.
El buffer de dilución de muestras contiene azida de sodio al 0,1 %, el conjugado y el control
positivo contienen Proclin 300 al 0,05 % como agente conservante. Se debe evitar el contacto
con la piel o mucosas.
El buffer de lavado contiene Timerosal al 0,1 % como agente conservante. Se debe evitar por
tanto el contacto con la piel o mucosas.
El peróxido de urea puede conducir a efectos cáusticos sobre la piel. ¡Manéjese con cuidado!
El reactivo de parada contiene una solución 1 N de ácido sulfúrico ¡Evítese el contacto con la
piel o ropa! Si se produce contacto con la piel debe enjuagarse con agua.
Todos los materiales y reactivos que entren en contacto con muestras potencialmente
infecciosas se requiere que sean tratados con agentes desinfectantes adecuados o se sometan
a autoclave por lo menos una hora a 121 °C. ATENCIÓN: Para evitar la formación de gases
venenosos deben neutralizarse los residuos líquidos que contengan reactivo de parada antes de
echarlos en la solución de hipoclorito.
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8. Recolección y conservación de las muestras
Las muestras de heces se deben obtener tan pronto como sea posible en un intervalo de 3 días
tras la aparición de los síntomas de diarrea. El material de examen se debe guardar entre 2 –
8 °C hasta el momento de su elaboración. Si el material no puede ser usado en el espacio de 3
días, se recomienda almacenarlo a –20 °C o menor temperatura. Evite congelar y descongelar
las muestras varias veces. Las muestras de heces o frotis rectales no se deben recolectar en
recipientes que contengan medios de transporte, agentes conservantes, sueros animales,
iones metálicos, agentes oxidantes o detergentes debido a posibles interferencias con el test
RIDASCREEN® Norovirus. Si se van a utilizar frotis rectales se debe prestar atención a que
haya suficiente material de heces (aprox. 100 mg) para la realización del test. En los estudios
de entorno se deben incluir también muestras de heces de personas de contacto clínicamente
inaparentes para identificar portadores asintomáticos.
9. Realización del test
9.1. Generalidades
Antes de su utilización se deben adaptar todos los reactivos y la microplaca de titulación Plate a
la temperatura ambiente (20 – 25 °C). Las tiras de microtitulación no se deben sacar de la bolsa
de aluminio hasta que no hayan alcanzado la temperatura del ambiente. Los reactivos se deben
mezclar bien inmediatamente antes de su empleo. Posterior a su uso se deben conservar las
tiras de microtitulación (cerradas en su bolsa) y los reactivos otra vez a temperaturas entre 2 – 8
°C. Las tiras de microtitulación que se hayan usado una vez no pueden volverse a utilizar. Los
reactivos y las tiras de microtitulación no se deben usar cuando el envase esté dañado o los
recipientes hayan perdido su hermeticidad.
Al dejar gotear los reactivos se deberán sostener los viales en posición vertical. Tanto la
suspensión de muestra como los reactivos se deberán dejar gotear o pipetear sin que toquen el
borde de los pocillos de la microplaca. Se debe evitar el contacto directo de las muestras con los
componentes del kit para prevenir la contaminación cruzada, al igual que evitar la acción directa
de radiación solar. Se recomienda tapar o pegar la microplaca de titulación para evitar pérdidas
por evaporación.
9.2. Preparación del buffer de lavado
Se mezcla 1 parte del buffer de lavado concentrado Wash con 9 partes de agua destilada. Los
cristales que pudieran encontrarse en el buffer concentrado se deben solubilizar primeramente
con calor (baño María a 37 °C).
9.3. Preparación de las muestras
En un tubo de ensayo rotulado se vierte 1 ml de buffer de dilución de muestras de
RIDASCREEN® Diluent ⎮1 . Las heces líquidas se aspiran (aprox. 100 µl) con una pipeta
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desechable (Art. n°. Z0001) hasta ligeramente por encima de la segunda marca y se suspenden
en el buffer preparado. En el caso de heces sólidas se toma una cantidad equivalente (alrededor
de 50 – 100 mg) con una espátula o con un asa de siembra desechable y se suspende
igualmente. La homogeneización de la suspensión de heces se efectúa mediante aspiración y
expulsión con la pipeta desechable o alternativamente por agitación en un vibrador Vortex.
Después de dejar reposar un corto tiempo (10 min.) para lograr la sedimentación de partículas
grandes de heces, se emplea directamente el sobrenadante claro obtenido de esta manera. En
caso de usar para la determinación analítica un equipo ELISA automático, es imprescindible
que el sobrenadante esté libre de partículas. Para estas determinaciones se recomienda una
centrifugación a 5000 rpm (aprox. 2000 - 2500 G) durante 5 minutos.
Aviso:
Las muestras de heces diluidas en el Diluent ⎮1 se pueden analizar también en el ELISA
RIDASCREEN® para Rotavirus, Adenovirus y Astrovirus, así como en otros tests ELISA
RIDASCREEN® donde se emplee el Diluent ⎮1.
9.4. Primera incubación
Después de introducir una cantidad suficiente de cavidades en el marco de soporte se pipetean
en cada una 2 gotas (100 µl) del control positivo Control ⎮+ , del buffer de dilución de muestras
Diluent ⎮1 (= control negativo ) o de la muestra de heces en suspensión. A continuación se
adicionan 2 gotas (100 µl) del anticuerpo conjugado con biotina Conjugate⎮1 , se mezcla bien
(con ligeros golpes en los bordes de la placa) y se incuba durante 60 minutos a temperatura
ambiente (20 – 25 °C).
9.5. Lavado
Un lavado cuidadoso es importante para lograr resultados correctos por lo cual éste debe
llevarse a cabo estrictamente según las instrucciones. Las muestras incubadas en las cavidades
se deben vaciar primeramente en un recipiente de desechos con hipoclorito para la desinfección.
Posteriormente se sacude la placa sobre un papel absorbente para eliminar los restos de
humedad. Seguidamente se lava 5 veces con 300 µl de buffer de lavado en cada caso. Después
de cada enjuague se debe prestar atención a vaciar completamente la placa sacudiéndola sobre
partes secas y no usadas del papel.
Observación:
Cuando se usen lavadores automáticos se debe velar por el ajuste correcto del
instrumento al tipo de microplaca utilizado. Además es preciso que si se tiene una
suspensión de heces no totalmente libre de partículas, que éstas sean eliminadas
manualmente de las cavidades antes del primer lavado para evitar obstrucciones en las
agujas de lavado. Igualmente se debe velar en los diferentes pasos de lavado por una
aspiración completa del líquido. Después del último paso de lavado se debe sacudir la
placa cuidadosamente sobre papel absorbente limpio o paños de laboratorio para eliminar
la humedad residual. Para obtener resultados óptimos en el proceso de lavado se
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recomienda utilizar el modo de rebose con al menos 600 μl de buffer de lavado por
cavidad y paso de enjuague. Es posible aumentar a más de 5 los pasos de enjuague y en
casos particulares esto conduce a mejores resultados de lavado.
9.6. Segunda incubación
Se adicionan en las cavidades 2 gotas (100 µl) del conjugado estreptavidina-peroxidasa
Conjugate⎮2 y se incuba durante 30 minutos a temperatura ambiente (20 – 25 °C).
9.7. Lavado
Lavar según el punto 9.5.
9.8. Tercera incubación
Añadir 2 gotas de sustrato (100 µl) Substrate a cada uno de los pocillos. A continuación se
incuba la placa durante 15 minutos a temperatura ambiente (20 - 25 °C) en la oscuridad.
Después se adiciona 1 gota (50 µl) de reactivo de parada Stop en cada una de las cavidades
para detener la reacción. Se mezcla cuidadosamente (con ligeros golpes en los bordes de la
placa) y se mide la absorbancia a 450 nm (opcional: Longitud de onda de referencia ≥ 600 nm)
La compensación del valor cero se debe realizar contra aire, o sea sin la microplaca.
Aviso: Muestras de pacientes con altos positivos pueden dar lugar a precipitados
negruzcos del sustrato.
10. Control de calidad – Indicios de reactivos vencidos
Como control de calidad en cada determinación se debe añadir un control positivo y otro
negativo para asegurar la estabilidad de los reactivos y un correcto desarrollo del test. El test ha
transcurrido correctamente si el valor de absorbancia (D.O.) del control negativo a 450 nm es
menor que 0,2 y el valor medido para el control positivo a 450 nm es mayor de 0,5. Si el valor del
control negativo es mayor de 0,2 esto puede ser un indicio de que no se ha enjuagado
suficientemente. Una desviación de los valores requeridos, lo mismo que una turbidez o
coloración azul del sustrato incoloro antes de ser transferidos a las cavidades, puede ser un
indicio de vencimiento de los reactivos.
Si los valores predefinidos no se cumplen, se deben verificar los siguientes puntos antes de
repetir el análisis:
− Durabilidad de los reactivos empleados
− Funcionamiento correcto de los instrumentos utilizados (por ej. la calibración)
− Ejecución correcta del test
− Control visual de los componentes del kit con respecto a contaminación o pérdida de
hermeticidad; una solución de sustrato azulada no se debe volver a usar.
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Si al repetir la determinación se obtienen nuevamente valores incorrectos Ud. debe dirigirse al
fabricante o al distribuidor local de R-Biopharm.
11. Evaluación e interpretación
11.1. Cálculo del valor límite
Para establecer el valor límite se le suma 0,15 al valor de absorbancia obtenido para el control
negativo.
cut-off (Valor límite) = Valor de absorbancia del control negativo + 0,15
11.2. Resultado del test
Se evalúan como positivas las muestras cuyo valor de absorbancia se encuentra más de 10 %
por encima del valor límite calculado.
Se denominan como muestras de valores límites y que deben repetirse, aquellas cuyo valor de
absorbancia está en el rango de 10 % por encima o por debajo del valor límite. Si una repetición
del análisis con una muestra de heces fresca posee de nuevo valores que corresponden al
rango gris, entonces se debe evaluar la muestra como negativa.
La muestras cuyos valores se encuentren en más de 10 % por debajo del valor límite calculado
se evalúan como negativas.
12. Limitaciones del método
El test RIDASCREEN® Norovirus detecta antígenos de Norovirus de los genogrupos 1 y 2
patógenos a humanos en muestras de heces. Aunque no se evaluaron todos los genotipos y sus
correspondientes subtipos, se incluyen prácticamente todos los genotipos conocidos para las
epidemias de gastroenteritis, siempre que la carga viral no estuviera por debajo del límite de
detección del ELISA en el momento de obtener las muestras. No es posible a partir de este test
deducir una relación entre la magnitud de un valor de absorbancia obtenido y la manifestación o
gravedad de síntomas clínicos. Los resultados obtenidos siempre deben interpretarse de
conjunto con el cuadro clínico. También existen portadores asintomáticos que pueden
excretar el virus (examen del entorno), cuya detección es posible con el ELISA. El aspecto
decisivo es siempre la carga viral presente en cada caso.
Un resultado positivo no excluye la presencia de otros agentes infecciosos. Las infecciones
dobles o múltiples de agentes patógenos potenciales de la gastroenteritis se han descrito
ampliamente y pueden ser determinadas por diagnóstico diferencial. La sintomatología clínica se
manifiesta frecuentemente con mayor intensidad en estos casos que cuando se presenta la
infección monocausal.
Un resultado negativo no excluye una posible infección por Norovirus. La causa de ello puede
ser una excreción intermitente del virus o una cantidad demasiado baja de antígeno en la
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muestra. Si existe la sospecha anamnéstica fundada de una infección con Norovirus se debe
repetir el análisis con otra muestra de heces.
Un resultado con valores límites puede ser ocasionado por una distribución no homogénea del
virus en la muestra de heces, por una carga viral en el nivel umbral del ELISA al inicio o el final
de la infección o debido a una limpieza insuficiente de los pocillos de la microplaca. Por este
motivo se debe examinar en tales casos una segunda suspensión de la misma muestra o
solicitar otra muestra de heces para repetir el análisis.
Las muestras de meconio no han sido validadas hasta ahora con el test
RIDASCREEN® Norovirus – ELISA y por tanto deben ser interpretadas con precaución. Hasta el
presente no se ha observado la influencia de distintos productos para el cuidado e higiene de los
lactantes, tales como cremas, aceites y pomadas, que pueden llegar a la muestra al obtener las
heces de los pañales, sobre la base del análisis de muestras de heces negativas al Norovirus a
las cuales que se adicionaron determinadas cantidades de estos productos. Tampoco las
muestras de heces positivas al Norovirus fueron influenciadas negativamente por los productos
de marca evaluados.
13. Características de rendimiento
13.1. Calidad del test
En un estudio de validación con el test RIDASCREEN® Norovirus ELISA de tercera generación
se evaluaron mediante la técnica RT-PCR 60 muestras pertenecientes al diagnóstico de rutina
del período invernal 2004/2005 del Instituto de Virología de la Universidad de Dresde que se
habían conservado en congelación (-20 °C). Adicionalmente se incluyeron también otras 123
muestras de la etapa invernal del 2006 (enero -mayo) que se conservaron igualmente
congeladas después de la determinación por RT-PCR. Los resultados de ambos estudios se
resumen en la Tabla 1.
Tabla 1: Correlación del RIDASCREEN® Norovirus ELISA de tercera generación con el RT-PCR
RIDASCREEN®
RIDASCREEN®
Evaluación de
Evaluación de
muestras del 2004/5 muestras del 2006
RT - PCR
+
-
+
-
+
28
2
55
15
-
0
30
0
Sensibilidad :
Especificidad :
Valor predictivo positivo:
Valor predictivo negativo :
Exactitud :
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93,3 %
100,0 %
100,0 %
93,8 %
96,7 %
53
78,6 %
100,0 %
100,0 %
77,9 %
87,8 %
10
13.2. Reactividad cruzada
Diferentes gérmenes patógenos del tracto intestinal fueron analizados con el test
RIDASCREEN® Norovirus y no presentaron reactividad cruzada. Los exámenes fueron
realizados en suspensiones no diluidas de bacterias o virus con una concentración de 106 hasta
109 microorganismos/ml. Los resultados se resumen en la tabla 2.
Tabla 2: Reacciones cruzadas con microorganismos patógenos
Número
Germen de prueba
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
Acinetobacter Iwoffii
Aeromonas hydrophila anaerogenes
Aeromonas hydrophila hydrophila
Citrobacter freundii
Citrobacter freundii
Enterobacter cloacae
Enterococcus faecalis
Enterococcus faecium
E. coli
E. coli
E. coli
E. hermannii
Lactococcus lactis
Listeria innocua
Proteus mirabilis
Proteus mirabilis
Proteus vulgaris
Providencia stuartii
Pseudomonas aeroginosa
Pseudomonas fluorescens
Pseudomonas fluorescens
Pseudomonas putida
Salmonella Agona
Salmonella choleraesuis
Salmonella infantis
Salmonella Ohio
Salmonella typhimurium
Serratia proteamaculans (liquefaciens)
Shigella flexneri
Shigella sonnei
Staphylococcus aureus
Streptococcus agalactiae
Streptococcus dysgalactiae
Streptococcus uberis
E. coli (O157:H-)
E. coli (O116:H21)
E. coli (O111:H-)
E. coli (O22:H8)
E. coli (O26:H11)
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Origen
D.O. 450 nm
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
aislamiento
aislamiento
aislamiento
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
aislamiento
cultivo
aislamiento
aislamiento
aislamiento
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
aislamiento
aislamiento
aislamiento
aislamiento
aislamiento
aislamiento
aislamiento
aislamiento
0,044
0,043
0,043
0,042
0,042
0,044
0,041
0,079
0,041
0,043
0,043
0,042
0,043
0,042
0,042
0,041
0,042
0,043
0,047
0,038
0,055
0,04
0,038
0,039
0,04
0,041
0,038
0,039
0,039
0,075
0,038
0,041
0,038
0,04
0,042
0,042
0,045
0,045
0,096
11
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
61
62
63
Candida albicans
Salmonella enteritidis
Campylobacter jejuni
Campylobacter coli
Campylobacter fetus
Helicobacter pylori
Morganella morganii
Astrovirus Zellkulturüberstand >107
Astrovirus Probe
Adenovirus Zellkulturüberstand >107
Adenovirus Probe
Rotavirus Zellkulturüberstand >109
Rotavirus Probe
H.pylori Probe
C.perfringens 50 µg/ml
Shigatoxin STX1
Shigatoxin STX2
Cl.sordellii
Cl.difficile
Cryptosporidium parvum >107
Campylobacter Probe
Giardia Lamblia Probe
Ent. Histolytica
Salmonella enteritidis Probe
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
cultivo
heces 1:10
cultivo
heces 1:10
cultivo
heces 1:10
heces 1:10
Toxoide
Toxoide
Toxoide
cultivo
cultivo
cultivo
heces 1:10
heces 1:10
heces 1:10
heces 1:10
0,043
0,043
0,044
0,046
0,045
0,044
0,043
0,089
0,047
0,043
0,047
0,087
0,048
0,054
0,09
0,045
0,079
0,045
0,047
0,089
0,064
0,048
0,08
0,075
13.3. Precisión
La reproducibilidad intraensayos se determinó a partir de un grupo de 24 análisis de controles
negativos así como de muestras de heces positivas, de alto contenido (HPR), de contenido
medio (MPR) y de contenido bajo (LPR) de los genogrupos I y II con cápsides. Los valores
medios de la absorbancia así como de la desviación estándar y del coeficiente de variación se
presentan en la Tabla 3.
Tabla 3: Reproducibilidad intraensayos
Genogrupo I (GG1 /1 ; GG1 /3)
Control positivo
(PK)
Contenido alto
(HPR)
Contenido medio
(MPR)
Contenido bajo
(LPR)
Valor promedio
(D.O.)
2,116
1,134
0,521
0,046
Desv. estándar
0,01
0,08
0,07
0,01
Coeficiente de
variación (%)
3,8
6,7
3,4
10,8
HPR
MPR
LPR
NK
2,128
1,160
0,538
0,045
Genogrupo II (GG2 /1 ; GG2 /2 , GG2 / 3)
Valor promedio
RIDASCREEN® Norovirus
10-08-10
12
(D.O.)
Desv. estándar
0,073
0,076
0,04
0,01
Coeficiente de
variación (%)
3,4
6,6
6,7
10,9
La reproducibilidad interensayos del test RIDASCREEN® Norovirus se determinó a partir de un
grupo de 9 análisis con el control positivo y negativo, así como de una muestra positiva, de alto
contenido (HPR), de contenido medio (MPR) y de contenido bajo (LPR) en 3 días consecutivos y
con 3 diferentes kits de prueba de un lote. Los valores promedio obtenidos para la absorbancia,
la desviación estándar y los coeficientes de variación se presentan en la Tabla 4.
Tabla 4: Reproducibilidad interensayos
Control
positivo (PK)
Contenido alto
Contenido
(HPR)
medio (MPR)
Contenido
bajo (LPR)
Control
negativo (NK)
Valor promedio
(D.O.)
2,529
2,127
1,111
0,505
0,045
Desv. estándar
0,01
0,03
0,02
0,01
0,001
Coeficiente de
variación (%)
0,4
1,4
1,8
1,0
3,4
14. Interferencia de otras sustancias
Las sustancias que se relacionan a continuación no mostraron efecto sobre los resultados del
análisis, cuando se adicionaron en las concentraciones indicadas a las muestras de heces
positivas o negativas al Norovirus: Sulfato de bario (5% p/p), Loperamida (antidiarreico; 5% p/p),
Pepto-Bismol (antidiarreico; 5% v/p), mucina (5% p/p), ciclamato (edulcorante sintético 5%
v/p), sangre humana (5% v/p), ácido esteárico / ácido palmítico (mezcla 1:1, 40% p/p),
Metronidazol (0,5) (antibiótico 5% v/p), Diclofenaco (0.00263% v/p).
RIDASCREEN® Norovirus
10-08-10
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