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Revista de Investigación
Universidad La Salle
investigaciones@lasalle.edu.co
ISSN (Versión impresa): 1657-6772
COLOMBIA
2006
Renata Grebechova / Lena Prieto Contreras
BIOSÍNTESIS DE LAS ENZIMAS PECTOLÍTICAS A PARTIR DE HONGOS
ASPERGILLUS NIGER Y ASPERGILLUS FOETIDUS PARA APLICACIÓN EN
INDUSTRIA DE ALIMENTOS
Revista de Investigación, julio-diciembre, año/vol. 6, número 002
Universidad La Salle
Bogotá, Colombia
pp. 153-162
Red de Revistas Científicas de América Latina y el Caribe, España y Portugal
Universidad Autónoma del Estado de México
http://redalyc.uaemex.mx
Revista de Investigación, ISSN 16576772. Vol. 6 (2): 153-162. Julio - diciembre 2006.
Biosíntesis de las enzimas pectolíticas a partir de
hongos Aspergillus niger y Aspergillus foetidus
para aplicación en industria de alimentos1
RENATA GREBECHOVA, LENA PRIETO CONTRERAS
Facultad de Ingeniería de Alimentos, Universidad de La Salle, Bogotá, DC, Colombia.
En esta investigación se evaluó la biosíntesis de las enzimas pectolíticas de las cepas de Aspergillus niger
y Aspergillus foetidus de la Colección Nacional de Rusia (Moscú) para aplicación en procesos alimentarios.
Se realizaron procesos de fermentación sumergida con 12 diferentes medios de cultivo orgánico sintético
a pequeña escala (erlemeyer de 250ml) y a 6 litros en un biorreactor New Brunswick. Los resultados se
obtuvieron con medios de cultivo que tenían pectinas de frutas (cítrica y manzana) y pectina de verduras
(zanahoria y remolacha). La actividad de la enzima endo-polimetilgalacturonasa (endo-PMG) fue 95,099,0 unidades/ml. La actividad de la enzima pectin-esterasa (PE) fue baja (0,75–0,99 unidades/ml). La
enzima endo-polimetilgalacturonat-liasa (endo PMGL) no se encontró en ningún de los cultivos de las
dos cepas. Los siguientes parámetros se obtuvieron para la biosíntesis de las enzimas pectolíticas:
inóculo 1x106 conidias/ml, pH 4,5-5,5; temperatura 28oC-30oC y velocidad de aireación 180-200
revoluciones/minuto. Los sustratos cítricos, zanahoria y remolacha fueron excelentes para la producción
de PGM a partir de la biosíntesis con los hongos Aspergillus niger y Aspergillus foetidus.
Palabras clave: Aspergillus niger, Aspergillus foetidus, pectinesterasa, polimetil-galacturonasa, polimetilgalacturonat-liasa.
Biosynthesis of pectolitic enzymes from Aspergillus niger and Aspergillus
foetidus strains for application in food processing
This investigation evaluated the biosynthesis of pectolitic enzymes of Aspergillus niger and Aspergillus
foetidus strains of the National Collection of Russia (Moscow) for application in food processing.
Submerged fermentation processes with 12 different synthetic culture mediums were accomplished at
small scale (250 ml erlenmeyers) and in a 6 liters New Brunswick bioreactor. These culture mediums
results contained fruit pectin (citric and apple) and vegetable pectin (carrot and beet). The activity of
the enzyme endo-polimetilgalacturonase (endo PMG) was 95.0–99.0 units/ml. The activity of the enzyme
pectin-esterase (EP) was low (0.75–0.99 units/ml). The enzyme endo-polimetilgalacturonat-liase (endo
PMGL) was not found in any of the cultures of the two strains. The following parameters were obtained
for the biosynthesis of the pectolitic enzymes: inoculum 1x106 conidias/ml, pH 4.5-5.5, temperature
28oC–30oC and aeration speed of 180-200 rpm. The citric, carrot and beetroot substrates were excellent
to produce PGM from the biosynthesis with Aspergillus niger and Aspergillus foetidus fungi.
Key Words: Aspergillus niger, Aspergillus foetidus, pectinesterase, polimetil-galacturonase,
polimetilgalacturonat-liasa.
1 Esta investigación es parte del Proyecto de Investigación: «Producción, purificación y caracterización de la enzima pectinasa
aislada de Aspergillus niger y Aspergillus foetidus«; financiado por la Universidad de La Salle.
Correspondencia: lprieto@lasalle.edu.co
Recibido: noviembre 23 de 2005.
Aceptado: febrero 11 de 2006.
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Biosíntesis de enzimas pectolíticas a partir de A. niger y A. foetidus.Grebechova R. Prieto L.
INTRODUCCIÓN
Las enzimas tienen numerosas aplicaciones en la
industria de alimentos y bebidas. Se utilizan para
transformación y producción de aromas y de
productos intermedios. Se emplean varias enzimas
microbianas en la industria de alimentos tales
como: α y ß amilasa, proteasas, invertasa,
pululanasa, glucosa-isomerasa, dextranasa, lipasa,
lactasa, amiloglucosidasa, glucosa-oxidasa,
pectinasa y otras (Taylor y Leach 1992, Lea 1992).
Las enzimas pectolíticas se utilizan en la industria
de alimentos para clarificar néctares y obtener más
volumen de producción, aumentando en un 25%
por cada tonelada tratada de materia prima
(frutas). La enzima endo-PMG cataliza la hidrólisis
de los enlaces α-1,4 en polisacáridos de materia
prima en producción de jugos, néctares, puré,
cócteles y otros. También se emplean en la
industria del vino para tratar los mostos y como
resultado de la pectólisis se obtiene más volumen
de producto con excelente calidad de brillo y
mejor aroma. Además, se han incluido las enzimas
pectolíticas como aditivo en la preparación de
alimentos concentrados para ovejas, cabras,
cerdos y aves (Lea 1992, Grebechova 2003).
En la literatura se encuentran investigaciones en
aspectos genéticos de los microorganismos
productores de enzimas y en técnicas de fermentación. Las técnicas de extracción y purificación de
las enzimas como pasos inseparables del proceso
biotecnológico, para obtener productos que se
han aplicado en diferentes procesos alimentarios
(Martínez et al. 2003, Taylor y Leach 1992, Rubio et
al. 2003).
En este artículo se presentan resultados obtenidos
de procesos de biosíntesis para la obtención de
enzimas pectolíticas a partir de cepas de A. niger
y A. foetidus de la Colección Nacional de Rusia
(Moscú), para aplicación en industria de
alimentos.
MATERIALES Y MÉTODOS
El trabajo experimental se realizó en las instalaciones del Laboratorio de Biotecnología de la
Sede La Floresta de la Universidad de La Salle.
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Un primer paso fue la activación y mantenimiento del metabolismos microbiano de los
hongos A. niger y A. foetidus con la técnica de
choque térmico. Luego se prepararon y optimizaron
los medios de cultivo, teniendo en cuenta las
materias primas como: zanahoria, remolacha,
piña, manzana, mora y cítricos.
La biosíntesis de las enzimas se realizó a nivel de
laboratorio, se buscó con las diferentes materias
primas favorecer el crecimiento microbiano de los
microorganismos de evaluación; realizando
experimentos de fermentación en condiciones de
cultivo sumergido con diferentes medios donde
se determinó la biomasa, pH, aireación y temperatura; y optimización de los parámetros del
bioproceso en las condiciones de cultivo sumergido
tales como temperatura, pH, inóculo y aireación.
Microorganismos. En este estudio se utilizaron
las cepas de A. niger y A. foetidus de la Colección
Nacional de Rusia (Moscú).
Técnica choque térmico. Para la activación de los
mecanismos de la biosíntesis de las enzimas a
partir de los hongos A. niger y A. foetidus
empleados se preparó una solución acuosa de
sales minerales (NaCl-0,85g, CaCl2-0,05g), en un
balón aforado de 100ml, después en tubos de
ensayo se esterilizó la solución a 121ºC por 15
minutos y se enfrió hasta 30ºC. Los tubos se
llevaron de 95ºC a 98ºC en un baño maría por 2
minutos. Se dejaron enfriar hasta 30ºC, y se
sembraron las conidias en cajas Petri con agar
Sabouraud (OXOID) y se incubaron a 28º C
durante 5 días.
Efecto de la concentración del inóculo. Con el fin
de establecer la concentración del inoculo más
conveniente para la biosíntesis de enzimas
pectolíticas se emplearon conidias de las cepas
de A. niger y A. foetidus en agua destilada, y se
ensayaron tres concentraciones: 1 x 103, 1 x 105, y
1 x 106 conidias/ml.
Fermentación técnica sumergida. Se llevó a cabo
en 12 erlenmeyer de 250 ml cada uno y con 100 ml
del medio de cultivo preparado según las composiciones requeridas y con inductores de biosíntesis de pectinasa, inoculados con una suspensión
Revista de Investigación, Vol. 6 (2): 149-. Julio - diciembre 2006.
de conidias en agua destilada con Tween-80
(0,01%) e incubados a 30ºC en agitador orbital
(HEILDOPH) a 180 rpm durante 96-120 horas,
siguiendo a Grebechova y Prieto (2003). Las
fermentaciones se prepararon con los medios de
cultivo reportados por Gracheva y Crivova
(1982), Tuttobello y Mill (1961), Acuña et al. (1995),
Gracheva y Crivova (1982), Channe y Shewale
(1995), Lozano y López (2001), Lobanok y
Pavlovskaia (1977) y Lobanok et al. (1976). El
mejor medio de cultivo se modificó y se trabajó
con 5 medios experimentales con pectina cítrica
2%, salvado de trigo 1% y caseina 1%, al mejor
medio modificado se le varió el sustrato de
pectina frutas o de pectina verduras.
Diseño experimental para escoger los mejores
medios de cultivo. Se estructuró para evaluar los
mejores medios de cultivo de las fermentaciones
inoculadas con las dos cepas de hongos Aspergillus
empleadas, y así organizar los experimentos y
análisis: mejor medio de cultivo de otros investigadores para modificar sus componentes que
permita mayor producción de enzima endo-PMG,
mejor medio de cultivo modificado para la mayor
producción de enzima endo-PMG y mejor medio
de cultivo modificado para hacerle modificaciones
de sustrato con frutas (manzana, mora, piña) y
verduras (remolacha, zanahoria) que favorezca
la mayor producción de las enzimas pectolíticas
endo- PMG y PE.
Determinación de biomasa. Al final del proceso
de fermentación se separó el micelio de los
hongos Aspergillus por filtración en papel filtro a
partir del caldo de fermentación. También, se
realizó la separación de biomasa, de algunas
pruebas, con la centrifuga de la Planta Piloto de
la Facultad de Ingeniería de Alimentos; esta
última operación de separación resultó rápida y
eficiente. Después se llevó la biomasa a la estufa
de secado (MERMET) para retirar cualquier
humedad y así, determinar la cantidad de biomasa
por peso seco.
Determinación de la actividad de la enzima endopolimetilgalacturonasa (endo-PMG). Se realizó
con la Técnica de Tuttobello y Mill (1961), la cual
se basa en la medición de la reducción de
viscosidad de una solución de pectina en un
viscosímetro de vidrio CANNON, para líquidos
opacos. La mezcla de reacción contiene 10 ml de
solución pectina al 2%, 2 ml buffer acetato pH 4,5
y 5 ml de medio de cultivo. Se incubó a 35oC por
30 minutos, y luego, se inactivo la enzima en un
baño maría por 5 minutos, se dejó enfriar y se
determinó el tiempo de caída de la solución en el
viscosímetro. El porcentaje de cambio de viscosidad
se calculó de acuerdo con la ecuación de Roboz
(Mill y Tuttobello 1961), con la siguiente ecuación:
CV % =
VO − V m
VO − V S
donde, CV% es el cambio de viscosidad, Vo el
tiempo de flujo del blanco de reactivos en
segundos, Vm el tiempo de flujo de la mezcla de
reacción, en segundos y Vs el tiempo de flujo del
blanco de enzimas, en segundos. La unidad de
activación enzimática (U- PMG) se definió como
la cantidad de enzima capaz de reducir en un 50%
la viscosidad bajo las condiciones del ensayo.
Determinación de la activación de enzima pectinesterasa (PE). Se empleó el método Gracheva
(Gracheva y Crivova 1982), el cual esta basado
en la hidrólisis de una solución de pectina por la
enzima investigada, con la posterior determinación cuantitativa de los grupos carboxilos, los
cuales se liberan al final de la hidrólisis. La
actividad de la pectinesterasa se caracteriza por
la capacidad de formar alcohol metílico y los
grupos carboxilos libres. La unidad de actividad
de pectinesterasa (U-PE) se considera como la
cantidad de enzima que cataliza la hidrólisis de
un microequivalente de los enlaces éter dentro
de la molécula de pectina en 1 minuto y a una
temperatura de 30ºC, esta actividad de unidades
de enzima se expresan en un gramo del preparado
enzimático o en un mililitro del caldo crudo
(Gracheva y Crivova 1982). La actividad de
pectinesterasa se determina o se calcula según la
fórmula:
PE =
100(E − C ) × 100
T ×C × M
donde, PE es la pectinesterasa, 100 la cantidad de
enlace éter hidrolizado que corresponde a 1 ml
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Biosíntesis de enzimas pectolíticas a partir de A. niger y A. foetidus.Grebechova R. Prieto L.
NaOH 0,1N miliequivalente, E son los ml de
NaOH 0,1N de la prueba de control, 100 es el
grado de eterificación de pectina como etanol, T
el tiempo de hidrólisis en 60 minutos, C el grado
de eterificación de pectina cítrica en prueba (80%)
y M es la cantidad de enzima en ml o mg, (como
factor de dilución).
Determinación de la actividad de la enzima
polimetilgalacturonat-liasa (PMGL). Esta enzima
se caracteriza por la capacidad de catalizar la
reacción del rompimiento de los enlaces α-1,4 de
la pectina. Después se obtienen los productos de
reacción con los enlaces dobles entre los átomos
4 y 5 de carbono en la molécula del ácido galacturónico. La unidad de actividad de PMGL
(U-PMGL) es la cantidad de enzima que causa la
formación de los productos de la reacción que
aumentan la densidad óptica de la muestra en 0,1
en una hora y con la temperatura de 40ºC. El
método se basa en la determinación de concentración de los productos de descomposición de
pectina utilizando la técnica de espectrofotometría con longitud de onda de 235 nm. El cálculo de
actividad de la enzima PMGL se hace según la
siguiente fórmula:
PMGL =
D P × 10
T × E × 0,1
donde, PMGL es la actividad de enzima polimetilgalacturoat-liasa, Dp es la densidad óptica de la
muestra experimental, 10 es la dilución de la mezcla
de los reactivos, T el tiempo de reacción por una hora,
E la cantidad de enzima en ml o g y 0,1 el aumento
acordado de la densidad óptica en una hora.
Se trabajó un diseño experimental completamente
aleatorizado con diferentes números de repeticiones, debido a que se experimentaba con varios
medios de cultivo. Se decidió evaluar solo una
variable dependiente, la producción de enzima
pectolítica; y además, por costos se replicaron más
veces los que permitían resultados favorables
para el análisis. Después los resultados se
evaluaron estadísticamente por medio de análisis
de varianza de una sola vía (ANAVA) con 95% de
confiabilidad, en el programa Statistix versión 7,0
y se probaron sus resultados por la prueba de
156
Tukey, la cual mide la diferencia significativa entre
las medias, para tomar una decisión de los
mejores medios de cultivo de cada experimento
planteado anteriormente.
RESULTADOS
Activación y estabilización de las cepas productoras
de enzimas pectolíticas. Las cepas de A. niger y de
A. foetidus se activaron con el método de choque
térmico y luego la incubación se observó que el
hongo A. niger en agar Sabouraud presentaba una
colonia blanca que se tornaba rápidamente negra,
con producción de muchas conidias, las colonias
eran polvorosas algodonosas. Microscópicamente
se observaron hifas tabicadas, conidioforos
pigmentados largos de pared gruesa, vesículas
globosas que daba lugar a métulas y fialides que
la cubrían completamente. La cepa del hongo A.
foetidus presentó en medio agar Sabouraud
colonias blancas que iban pigmentándose con el
crecimiento y envejecimiento del hongo a color
café. Las hifas eran tabicadas, un conidioforo
pigmentado delgado, una vesícula globosa de
color amarillo oscuro con métulas y fialides que
lo cubrían hasta la mitad.
Efecto de la concentración del inóculo. Se
realizaron tres repeticiones de cada una de las
fermentaciones. En la tabla 1 se presenta el
promedio de los resultados obtenidos. Estos
resultados son aceptables y se obtuvieron con
concentraciones de conidias de cepas 1 x 106/ml.
Los hongos se desarrollaron en forma de pellet
con lo cual mejoró la biosíntesis de las enzimas,
además para la A. niger transferencia de oxigeno
y de nutrientes del medio.
Evaluación de medios de cultivo. Se prepararon
siete medios de cultivo conocidos de otros
investigadores (Tabla 2), y después se realizó las
fermentaciones respectivas con las dos cepas de
hongos Aspergillus, con los parámetros: pH de 4,5;
temperatura de 30oC y tiempo de fermentación
de 96 horas; finalmente, se midió el contenido de
unidades de enzima pectolítica endo-PMG
formada. Los resultados se observan en la Tabla 2,
según el arreglo del diseño experimental aleatorizado
con desigual número de repeticiones.
Revista de Investigación, Vol. 6 (2): 149-. Julio - diciembre 2006.
Tabla 1. Efecto de la concentración del inóculo en la biosíntesis de endo-PMG y PE a partir de cepas
Aspergillus niger y Aspergillus foetidus (medio de cultivo de Tuttobello, pH- 4,5, temperatura
28°C, tiempo de fermentación 96 horas, agitación 180 rpm.
Tabla 2. Unidades de PGM obtenidas con los diferentes medios de cultivo después de las fermentación
con cepa Aspergillus niger y Aspergillus foetidus.
Enzima
Pectolítica
CzapeckDox
92,0
PMG
92,2
Unidades/ml
93,0
Enzima
Pectolítica
PMG
Unidades/ml
CzapeckDox
52,3
54,0
Medios de Cultivo para Aspergillus niger
Tutto - Acuña Blieva Channe Lozano
Bello
97,9
27,7
40,41
98,18
90,6
97,6
32,2
42,6
95,6
80,3
97,1
89,5
Medios de Cultivo para Aspergillus foetidus
Tutto - Acuña Blieva Channe Lozano
Bello
74,2
29,0
27,7
93,5
65,2
71,3
29,2
26,7
92,2
65,4
74,5
90,6
67,1
Evaluación de los Medio de cultivo modificados.
A partir de los mejores medios de cultivo para la
producción de enzimas pectolíticas, se seleccionó
el medio Channe pues presenta mayor contenido
de nutrientes para las cepas de hongos Aspergillus,
como: azúcares, minerales, sales, proteínas e
inductores de biosíntesis. Con base en este se
preparó 5 medios de cultivo experimentales (E-1,
E-2, E-3, E-4 y E-5), a los cuales se les hizo
variaciones en el contenido de carbono y nitrógeno,
y el inductor de biosíntesis, y después se realizó
las fermentaciones respectivas con las dos cepas
de hongos Aspergillus, con los parámetros: pH de
4,5; temperatura de 30oC y tiempo de fermentación de 96 horas. Finalmente, se midió el contenido
Lobanok
15,9
13,0
Lobanok
10,3
8,7
de unidades de enzima pectolítica endo-PMG
formada. Los resultados se organizaron (Tabla 3).
Evaluación de sustratos de frutas y verduras. Se
prepararon seis medios de cultivo con base en lo
observado en la Tabla 3, cambiando el 2% del
inductor de biosíntesis por sustrato pectina de
frutas y verduras frente a un medio con pectina
cítrica comercial para comparar, y después se
realizó las fermentaciones respectivas con las dos
cepas de hongos Aspergillus, con los parámetros
y tiempo de fermentación y de se midió el
contenido de unidades de las enzimas pectolíticas
endo-PMG y PE formadas. Los resultados se
organizaron en la Tabla 4.
157
Biosíntesis de enzimas pectolíticas a partir de A. niger y A. foetidus.Grebechova R. Prieto L.
Tabla 3. Unidades de PGM obtenidas con los medios de cultivo modificados en esta investigación
después de las fermentación con cepa Aspergillus niger y Aspergillus foetidus.
Tabla 4. Unidades de PGM y PE obtenidas con los medios de cultivo modificados a los cuales se les
adicionó sustratos (frutas y verduras) y cepas Aspergillus niger y Aspergillus foetidus.
Evaluación de los parámetros de la fermentación
sumergida de los hongos empleados. Para la
obtención de las enzimas pectolíticas con técnica
de fermentación sumergida es importante tener
los parámetros de fermentación óptimos tales
158
como: pH, temperatura y aireación. En la Tabla 5
se muestran los resultados de influencia de los
diferentes pH para la biosíntesis de la enzima
endo-PMG de las cepas A. niger y A. foetidus.
Revista de Investigación, Vol. 6 (2): 149-. Julio - diciembre 2006.
Tabla 5. Efecto del pH para la biosíntesis de la enzima endo-PMG de cepas Aspergillus niger y Aspergillus
foetidus (medio de cultivo de Tuttobello, inoculo 1 x 106 conidias/ml, tiempo de fermentación
96 horas, temperatura 28°C).
Tabla 6. Efecto de la temperatura para la biosíntesis de la enzima endo-PMG de cepas Aspergillus niger
y Aspergillus foetidus (medio de cultivo de Tuttobello, inóculo 1 x 106 conidias/ml, pH 4,5,
tiempo de fermentación 96 horas).
Tabla 7. Efecto de la aeración para biosíntesis endo–PMG de cepas Aspergillus niger y Aspergillus foetidus
(medio de cultivo de Tuttobello, inóculo 1 x 106 conidias/ml, tiempo de fermentación 96 horas,
temperatura 30°C, pH 4,5).
En la Tabla 6 se muestran los resultados a
diferentes temperaturas del proceso de fermentación de cepas productoras de enzimas endo–PMG.
En la Tabla 7 se presenta los resultados de las
diferentes velocidades de agitación del medio de
cultivo en el agitador orbital, marca HEIDOLPH.
La velocidad de agitación de 180-200 revoluciones
por minuto, fueron suficientes para la biosíntesis
de la enzima endo-PMG de ambas cepas
Aspergillus. Para A. niger la actividad de endoPMG estuvo entre 89,8 y 90,2 U/ml, y para A.
foetidus estuvo entre 77,9 y 78,2 U/ml.
159
Biosíntesis de enzimas pectolíticas a partir de A. niger y A. foetidus.Grebechova R. Prieto L.
DISCUSIÓN
Para la biosíntesis de las enzimas pectolíticas en
técnica sumergida con medio de cultivo orgánicosintético y cepas A. niger y A. foetidus, se determinaron como parámetros de fermentación
óptimos, los siguientes: pH 4,5 -5,5, temperatura
28ºC-30ºC, inóculo 1 x 106 conidias/ml y velocidad
de aireación de 180-200 revoluciones/minuto,
acorde con lo reportado por Barrios et al. (1989)
para el hongo A. niger, se observó que en concentraciones mayores a 1x106 conidias/ml causaba
inhibición en la germinación.
Con pH 4,5 y 5,5 se obtuvo una actividad entre
81,2 y 85,2 U/ml para endo–PMG con A. niger;
mientras que con A. foetidus estuvo entre 76,175,6 U/ml; estos resultados concuerdan con los
encontrados por Tuttobello y Mill (1961), Acuña
y Gutiérrez et al. (1995), Blandino et al. (2001) y
Lozano y López (2001) con cepas de Aspergillus
productores de pectinasa. Además, se observó
que los pH ácido (3,5) y básico (6,0) no permitieron
la biosíntesis de la enzima pectolítica.
A las temperaturas de 28ºC y 30ºC la actividad de
endo–PMG estuvo entre 34% y 35% con A. niger;
mientras que con A. foetidus estuvo entre 21% y
25%; similar a lo encontrado por Martínez et al.
(2003) con otros microorganismos productores de
las enzimas pectolíticas.
En cuanto a la producción de enzimas se observó
que endo–PMG tuvo su máxima producción
(11,6%) con concentración 1x106/ml de conidias
de A. niger; mientras que con una concentración
de 1 x 10 6 /ml de conidias de A. foetidus la
producción de esta enzima estuvo entre 13% y
18%. Con respecto a la enzima PE se obtuvo una
producción no mayor del 1% con concentraciones
de 1x 106/ml de conidias para ambos hongos.
En las fermentaciones realizadas con las cepas A.
niger y A. foetidus se observaron diferencias
altamente significativas en los medios de cultivo.
En cuanto a la producción de enzima endo-PMG
con la prueba de Tukey se observaron diferencias
significativas (α=0,05) entre los medios de
cultivo: Lobanok, Acuña y Blieva y la cepa A. niger
160
y producen menos enzima; mientras que con los
medios de cultivo: Lozano, Czapeck, Channe y
Tuttobello y A. niger no se observaron diferencias
significativas (α=0,05) y producen más enzima.
En cuanto a la producción de enzima endo-PMG
con la prueba de Tukey se observaron diferencias
significativas (α=0,05) entre los medios de
cultivo: Lobanok, Acuña y Blieva, Lozano,
Czapeck, Channe y Tuttobello y A. foetidus;
mientras que con los medios Blieva y Acuña no
se observaron diferencias significativas. El medio
de cultivo Channe y A. foetidus produjo mayor
cantidad de enzima endo-PMG, segudo de el
medio de cultivo Tuttobello.
Se observaron diferencias altamente significativas
con prueba de Tukey (α=0,05) entre los diferentes
substratos de frutas (mora, piña y manzana) y
verduras (remolacha, zanahoria y cítrica comercial)
en la fermentación con las cepas A. niger y A.
foetidus para producir enzima endo-PMG. De otra
parte, se encontró diferencias significativas en
cuanto a la producción de enzima PE entre los
substratos: mora, manzana y piña y A. niger con
respecto al de zanahoria. El substrato con
zanahoria y A. niger produjo más cantidad de
enzima PE, mientras que el substrato con remolacha
y A. foetidus produjo mayor cantidad de PE.
En esta investigación se realizaron modificaciones
en los medios de cultivo (Chane y Tuttobello) y
se observó que los medios modificados E-1 y E-5
y ambas cepas A. niger y A. foetidus presentaron
diferencias significativas en la producción de
endo-PMG y PE con respecto a los demás medios
de cultivo modificados. Se concluyo que el medio
experimental modificado de mayor producción
de enzima endo-PMG fue el E-4.
AGRADECIMIENTOS
A la Universidad de La Salle por la financiación
de la Investigación.
Al Decano de la Facultad de Ingeniería de
Alimentos, Dr. Camilo Rozo Bernal por su apoyo
permanente.
A la Coordinadora Estrella Cárdenas del Departamento de Investigaciones por la revisión de los
textos.
Revista de Investigación, Vol. 6 (2): 149-. Julio - diciembre 2006.
A la Bacteriologa Luz Mary Figueroa por su apoyo
en la ejecución de la experimentación.
A la Microbiologa Carolina Echeverry por la
asesoría permanente en la parte microbiológica.
A las estudiantes de la Facultad de Ingeniería de
Alimentos de la Universidad de La Salle: Heidy
Ruth Barrera Rojas y Sandra Maria Matiz Silvana
por su colaboración.
BIBLIOGRAFÍA
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Viniegra-González G, Favela-Torres E 1995.
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