Download Transparencias Clase Virus de Diego Maeso

PRINCIPALES
ENFERMEDADES
ENFERMEDADES DE LA VID
CAUSADAS POR VIRUS
Maestría de Ciencias Agrarias
Curso: Protección Sanitaria en Viña
• ENRULAMIENTO (“LEAF ROLL”)
• DEGENERACIÓN INFECCIOSA (“FAN LEAF”,
“COURT NOUE”)
• PROBLEMAS DE MADERA (“CORKY BARK”,
“LEGNO RICCIO”, “STEM PITTING”)
• FLECKING (“MARBRURE”)
Diego Maeso
VIRUS DE LA VID A NIVEL MUNDIAL
• TOTAL (AÑO 2004): 58 AGENTES REPORTADOS
• PERTENECIENTES A 21 GÉNEROS
• LOS MÁS IMPORTANTES:
– NEPOVIRUS: Grapevine fan leaf virus (GFLV).
– CLOSTEROVIRIDAE: Grapevine leaf roll
associated virus 1-9 (GLRaV 1-9).
– VITIVIRUS: Grapevine virus A, B, C y D (GVA,
GVB, GVC y GVD).
– FOVEAVIRUS: Grapevine Rupestris Stem Pitting
associated virus (GRSPaV).
– MACULAVIRUS: Grapevine fleck virus (GFkV).
HISTORIA
•
•
•
•
•
•
•
•
1935 Scheu. Transmisión por injerto.
1958 Goheen. Varias enfermedades son sinónimos.
1965 Goheen. Termoterapia.
1979 Namba. Closterovirus en plantas enfermas.
1981 Sasahara et. al. Cultivo in vitro.
1984 Gugerli et. al. Purificación de virus y ELISA.
1984 Rosciglione & Gugerli. Tipos I, II y III.
1989 Rosciglione & Gugerli. Vector GLRaV 3
chanchito blanco.
• 2002: 7 virus relacionados y el octavo en estudio.
Martelli et. al. Revisión Familia Closterovirus, Género
Ampelovirus , Especie tipo: GLRaV-3.
• Genomas de GLRaV 2 y 3 caracterizado
completamente y parcialmente los de los demás.
• 2004: GLRaV 9.
ENRULAMIENTO
(“LEAF ROLL”)
Enfermedad de amplia
distribución mundial y gran
importancia.
SÍNTOMAS
• Cultivares tintos: hojas basales fin de enero
manchas rojizas que se agrandan y al final
queda solo nervadura verde. Enrollamiento.
• Cultivares blancos: Enrollamiento.
• Todos: Pérdida de vigor (<peso de poda,
<enraizamiento). Maduración irregular, tardía,
menor azúcar, menor rendimiento.
• PORTAINJERTOS: SIN SÍNTOMAS
1
SÍNTOMAS
• Cultivares blancos: Enrollamiento.
SÍNTOMAS
• Todos: Pérdida de vigor (<peso de poda,
<enraizamiento). Maduración irregular, tardía,
menor azúcar, menor rendimiento.
• PORTAINJERTOS: SIN SÍNTOMAS
2
CONFUSIÓN CON OTRAS CAUSAS
Perjuicios
Def. Mg
• Disminución en rendimientos: 15-20%
• Enraizamiento
• Prendimiento de Injertos
• Vigor
Daños mec.,
etc.
• Problemas en floema, traslocación de
carbohidratos desde hoja a otros órganos.
TRABAJOS SOBRE PÉRDIDAS POR LEAF ROLL
VARIACIÓN EN EL PESO DE PODA EN TRES
PORTAINJERTOS (1986-1993) (Credi & Balbini 1996)
LUGAR
VARIEDAD EFECTO
RENDIMIENTOS
EEUU (Cal.) Varias
- 46-85%
Suiza
Gamay
-17-40%
EEUU
Australia
Varias
< N° y tamaño
racimos
bayas más chicas
Varios
Varias
Alemania
Pinot Noir
-19% prom. en 7 años
efecto año
-68%
N. Zelandia
Baco 22A
Mission
-44%
-66%
ACIDEZ
AZUCAR
-16%
ALCOHOL
VIGOR
Demora en vegetación
-9° Oechsle
AUTOR
Goheen & Cook (1959)
Bovey (1970)
Goheen (1970)
Antcliff et al (1979)
aumento disminución disminución < Peso de poda, < vigor Bovey (1970)
Goheen (1970)
Lider et al 1975, etc.
EEUU
C. sauvignon Sin efecto (cepas suaves?)
EEUU
Riesling
Zifandel
Sin efecto (cepas suaves?)
EEUU
Emperor
Menor color bayas
EEUU
Burger
Bruckbauer (1981)
Sin efecto en el mosto
Hoffman (1984)
-9%
-30%
Over & Chamberlain (1970)
Whiting & Hardy (1981)
-1-1.7° Brix
-4-26%
TRATAMIENTO
420A
Sin infectar
GFLV + GLRaV3
KSG+ RSP+ GLRaV3 + VN
KSG+ RSP+ GLRaV1 + VM
GFLV + VN + VM
KOBER 5BB
12,94
1,53
5,51
4,35
6,22
TELEKI 5A
9,16
0,93
4,9
4,77
5,77
9,8
1,97
5,63
9,33
9,75
Wolpert & Vilas (1992)
Krake (1993)
aumento acidez, malato, tartrato y K en mosto
Lider et. al. (1975)
RENDIMIENTO PROMEDIO Y CONTENIDO DE AZUCAR CV.
PINOT NOIR CON Y SIN SÍNTOMAS DE LEAF ROLL
(HOFFMAN 1984)
EFECTO DE LA INOCULACIÓN CON GLRaV 3 EN
RENDIMIENTO Y AZUCAR (Walter & Legin 1986)
AÑO/CLON SIN SÍNTOMAS
CON SÍNTOMAS
PÉRDIDAS %
KG/PL.
OECHSLE % PLANTAS KG/PL. OECHSLE FRUTA
OECHSLE
CULTIVAR
SIN INOCULAR
INOCULADOS DIFERENCIA
Chardonay 1
1,49 kg/pl.
10,1 GAP
0,85 -43%
8,2 -19%
Chardonay 3
1,6 kg/pl.
11 GAP
0,8 -50%
9,5 -14%
Pinot Noir 3
1,26 kg/pl.
9,6 GAP
0,49 -61%
8,6 -10%
Pinot Noir 98
0,57 kg/pl.
9,5 GAP
0,36 -37%
9,2 -3%
1971
9 Gm
13 Gm
18 Gm
19 Gm
20 Gm
4,3
3,5
3,9
3,1
3,8
95,7
96,6
94,8
98,1
94,9
53
27
7
17
7
2,6
2,6
2,3
2,1
2
95,8
97,4
97
97
100
39 +0,1
25 +0,8
43 +2,3
32
47 +5,4
5,8
6
4,6
4,4
6
84,7
83,6
88,9
90,2
83,7
33
23
10
10
3
2,5
1,9
3,3
3,5
4,4
91,4
91
91,7
89,3
95
57 +7,9
68 +8,9
27 +3,2
20
27 +13,5
1,9
1972
9 Gm
13 Gm
18 Gm
19 Gm
20 Gm
1
3
INCIDENCIAS DEL ENRULAMIENTO Y
ENROJECIMIENTO FOLIAR SOBRE EL
COMPORTAMIENTO DE VID cv.
TANNAT (HARRIAGUE)
EFECTO SOBRE LA PRODUCCIÓN Y EL NÚMERO Y
PESO DE RACIMOS (A. EE “LAS BRUJAS”)
AÑO
RENDIMIENTO/PLANTA (kgs) N° RACIMOS/PLANTA PESO DE LOS RACIMOS (g)
NORMAL ENFERMA
NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA
1976
1977
1978
Ing. Agr. Ismael Spínola
(Investigaciones Agronómicas N° 3. 1981)
EFECTO SOBRE LA PRODUCCIÓN Y EL NÚMERO Y
PESO DE RACIMOS
(B. VIÑEDOS CANELONES Y MONTEVIDEO)
9,4
9,5
7,2
5
4,4
4,4
1977
CANELONES
1977
CANELONES
1978
MONTEVIDEO
RENDIMIENTO/PLANTA (kgs) N° RACIMOS/PLANTA
NORMAL ENFERMA
NORMAL ENFERMA
PESO DE LOS RACIMOS (g)
NORMAL ENFERMA
7,1
3,8
27,1
22,1
262
172
4,7
3,5
26,1
24,3
179
146
11,8
4,6
56
29,2
216
157
EFECTO SOBRE LA BROTACIÓN Y EMISIÓN DE
RAÍCES EN ESTACAS DEL cv. TANNAT
(EE LAS BRUJAS 1977)
MEDIO
ARENA
ASERRÍN
TIERRA
67
58,5
96
48
38
75
22,4
34,1
54
96
80
65,4
285
176
265
174
161
179
GRADO ALCOHÓLICO
NORMAL ENFERMA
KG. GRADO/PLANTA
NORMAL ENFERMA
1976
12,6
9,4
117,8
45,9
1977
8,7
7,9
99,4
34,7
1977
JUANICÓ 1
1977
JUANICÓ 2
1978
EELB
1978
MONTEVIDEO
8,9
7,9
62,2
29,8
EELB
EELB
7,9
6,7
36,8
23,5
12
9,2
85,3
39
10,2
10,1
120
45,8
EFECTO SOBRE LA PRODUCCIÓN DE SARMIENTOS
(KG/PLANTA) EN TRES SISTEMAS
(EE LAS BRUJAS 1977)
% BROTACIÓN
% ENRAIZAMIENTO % FORMACIÓN CALLO
NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA NORMAL ENFERMA
100
96
100
28,8
27,3
23,9
EFECTO SOBRE TENOR GLUCOMÉTRICO
(EE LAS BRUJAS Y VIÑEDOS CANELONES Y
MONTEVIDEO)
AÑO
VIÑEDO
AÑO
VIÑEDO
33
54,2
26,6
95,9
82
61
SISTEMA DE
CONDUCCIÓN
NORMAL ENFERMA
Y PODA
Guyot doble 0.7 m
2
0,483
Guyot doble 1,1 m
1,4
0,516
Guyot cuádruple
1,083
0,475
4
AGENTES CAUSALES:
• 9 virus, Familia Closteroviridae. (Virus
filamentosos grandes en floema).
•GLRaV 2 género Closterovirus
•GLRaV 1, 3, 4, 5, 6, 8 y 9 género Ampelovirus.
•GLRaV 7 sin género asignado.
•12 nm x 1400-2200 nm.
•CP: GLRaV-2 24 kDa, resto 35-44 kDa.
• Causan síntoma de “leaf roll” : GLRaV 1, 3 y
7
SUSCEPTIBILIDAD VARIETAL
• Hasta el momento no se conocen
variedades o portainjertos resistentes o
inmunes a esta enfermedad.
• Latente en la mayoría de portainjertos
“americanos”.
• Los síntomas en V. vinifera depende de:
cultivar, suelo, clima, cepa de virus.
• GLRaV 2: Kober 5BB, 5C, 1103P, 3309
sensibles, decoloración follaje, decaimiento
y muerte, incompatibilidad.
GLRaV Distribución Síntomas
Primer
reporte
Antisueros
Comerciales
Conocimiento del
genoma
1
Mundial
(Uruguay?)
Siempre típicos
Gugerli et al
(1984)
SI
2
Mundial
Mundial
4
LR No típico.
Incompatibilidad
Típicos (a veces
latente)
Suaves
Aus. Chipre,
Hung, S. Afr
Taiwan, USA
Aus., Fra., S. Suaves (W.
Afr. USA
Emperor)
Ex - GCBaV
Monette (1991)
Rosciglione &
Gugerli (1986)
Hu et al (1990)
SI
3
Parcial Relac.
clostero trans. por
pulgones
Total. Idem
(8 ORF)
Total Grupo propio
(12 ORF)
Grupo propio
5
6
7
8
SI
NO
NO
Walter &
Zimmerman
(1990)
Italia, S. Afr., Sin información Boscia et al
SI
Suiza
(Siempre en
(1995). Ex 2a de
mezcla). Uvas de Gugerli et al
mesa, Cardinal. (1984)
Balcanes,
Típicos suaves (a Choueiri et al
NO
Italia
veces latente)
(1996)
Canadá
Sin información
Morris et al
1997
NO
Grupo propio
Sin datos
Parcial Similar a
clostero transmitidos
por mosca blanca
Sin datos
MECANISMOS DE TRANSMISIÓN
• PROPAGACIÓN VEGETATIVA (LATENTE EN PORTAINJERTOS).
• 1983 SE COMPROBÓ TRANSMISION POR INSECTOS
• GLRaV-1
– Pseudococcidos: Helicoccus bohemicus, Phenacoccus aceris
– Cochinillas blandas: Pulvinaria vitis, Parthenolecanium corni
y Neopulvinaria innumerabilis.
•
GLRaV-3
– Planococcus ficus, P. citri, Pseudococcus longispinus, Ps.
calceolar¡ae, Ps. maritimus, Ps. affinis = Ps. viburni, Ps.
comstocki.
– Pulvinaria vitis, Neopulvinaria innumerabilis.
•
GLRaV-5 y 9: Ps. longispinus
• Semipersistente y no hay especificidad por vector.
• No se transmite por semilla.
• Cochinillas blandas
No reportadas en
Uruguay
5
IN S E C T O
GL RaV 1
G L R aV 2 G L R aV 3
P la n o c o c c u s c itri
E sp a ñ a ( 9 7 )
C a lif. (0 0 )
N . Z . (1 9 9 7 )
P se u d o c o c c u s
c a lc e ola ria e
P s. m a ritim u s
P s. v ib u rn i
P s. lo n g isp in u s
Si
P s. a ff in is
H e lioc o c c u s
b o h e m ic u s
P henacoccus
a c e ris
P u lv in a ria v itis
N e o p u lv in a ria
in n u m e ra b ilis
P a rth e n o le c a n iu m
c o rn i
C a lif. (2 0 0 0 )
C a lif. (2 0 0 0 )
N . Z . (1 9 9 7 )
C a lif. (2 0 0 0 )
C a lif.
(1 9 9 5 )
F r a n c ia
(2 0 0 0 )
F r a n c ia
(2 0 0 0 )
F ranc.
(2 0 0 0 )
F ranc.
(2 0 0 0 )
Ita lia ( 1 9 9 4 )
Ita lia
(1 9 9 7 )
It a l.(1 9 9 7 ) ,
F r a .(2 0 0 0 )
G L R a V 3 : S e m i p er sis te n te ,
A u s tr a li a : 2 3 -5 2 % e n 1 1 a ñ o s , E s p a ñ a : 3 3 -8 3 % e n
4 a ños.
ESTUDIOS DE TRANSMISIÓN DE GLRaV 3 POR
CHANCHITO BLANCO EN URUGUAY
• Planococcus ficus como plaga en vid.
• Maman y Peyrou (1997) transmisión en laboratorio.
• Maeso et. al (1999) y (2000) confirmación
transmisión a campo y determinación de tiempos
de adquisión y transmisión en laboratorio.
6
ENSAYO DE CAMPO
Presencia de chanchito blanco :
A. plantas adultas cv A. Lavallee 20 años.
ENSAYO DE CAMPO
Evolución de la detección de GLRaV 3:
A. plantas adultas cv A. Lavallee 20 años.
Grupo
de plantas
Plantas/
grupo
1
2
2
4
5
6
TOTAL
Porcentaje Plantas ELISA +
1997
1998
10
90
100
11
91
91
12
67
83
12
91
100
11
82
100
12
67
75
68
79
90
1999
100
91
83
100
100
75
90
Grupo
de plantas
Plantas/
grupo
1
2
2
4
5
6
TOTAL
Porcentaje Plantas con chanchito blanco
1997
1998
1999
10
80
0
50
11
82
0
45
12
58
0
83
12
58
0
50
11
73
0
45
12
42
0
58
68
65
0
56
ENSAYO DE CAMPO
B. plantas en maceta cv C. Franc.
AÑO
POSITIVAS
CON ENRULAMIENTO/ CON CHANCHITO/
PUESTA
ELISA/TOTAL
TOTAL
TOTAL
EN CAMPO 5/8/98
11/8/99 20/4/98 8/4/99
8/4/99
TOTAL
1997 2/20
1998
1999
3/20
1/9
0/20
2/20
0/9
12/20
5/9
2/20
4/29
0/20
2/29
17/29
7
ENSAYO DE LABORATORIO
C. Número mínimo de insectos para prueba de
transmisión maceta cv C. Franc. Nov. 97-Ene 98.
N° Insectos/ Repeticiones Síntomas
planta
1998-99
5
9 0/9
10
13 2/13
20
13 1/13
ELISA ELISA
1998 1999
0/9
0/9
2/13
2/13
1/13
1/13
8
ENSAYO DE LABORATORIO
C. Determinación del período de adquisición
macetas cv C. Franc. dic. 98- mar 99.
Tiempo de
adquisición
30 min
60 min
120 min
1 día
7 días
ENSAYO DE LABORATORIO (Maeso et al. 2000)
D. Determinación del período de adquisición
macetas cv C. Franc. feb.- mar 00.
Tiempo de
adquisición
1 día
3 días
7 días
15 días
Repeticiones Prueba
ELISA
2000-01
16 negativo
3 negativo
9 negativo
6 negativo
ENSAYO DE LABORATORIO
F. Determinación del período de transmisión
macetas cv C. Franc. ene.- mar 00
Repeticiones Prueba
ELISA
1999
26 negativo
24 negativo
24 negativo
8 negativo
5 negativo
7 1/7 positivo
ENSAYO DE LABORATORIO (Maeso et al. 2000)
E. Determinación del período de transmisión
macetas cv C. Franc. ene.- mar 99
.
Tiempo de
transmisión
30 min
60 min
120 min
1 día
7 días
Repeticiones Prueba
ELISA
12
12
12
12
14
Prueba
ELISA
1999
2000
2/12 +
2/12 +
negativo
4/12 +
negativo
1/12 +
negativo
1/12 +
negativo
negativo
CONCLUSIONES TRABAJOS INIA
• Se confirmó la transmisión en Uruguay.
Tiempo de
transmisión
15 min
30 min
60 min
15 días
Repeticiones Prueba
ELISA
Prueba
ELISA
2000
2001
11 negativo
1/11 +
21 negativo
negativo
20 negativo
negativo
19 negativo
1/19 +
• En laboratorio: 10 insectos pueden transmitir.
• En laboratorio: difícil adquisición . Por lo menos 7
días y % bajo.
• En laboratorio: Una vez adquirido el virus se
transmite rápido (15-30 minutos).
9
MÉTODOS DE DETECCIÓN
• Injerto de indicadoras leñosas:
– Cultivares tintos altamente sensibles
(C. Franc, Pinot noir, Gamay, C.
Sauvignon, Barbera, Mission.)
– El injerto en verde en invernáculo es
más rápido en desarrollar síntomas.
10
MÉTODOS DE DETECCIÓN
ELISA:
• VENTAJAS:
• Rapidez
• Facilidad
• Economía
• GLRaV 2 único con transmisión mecánica a
Nicotiana spp.
– LIMITANTES:
• Importante momento y parte de la planta a
analizar.
• GLRaV 1-9 se detectan con sueros diferentes.
Órgano y momento óptimo para el análisis de GLRaV 3 por
ELISA.
Tanaka, H., Maeso, D. y Pagani, C. (1994)
FECHA DE POSICIÓN DE LA HOJA
LA PRUEBA 1+2
3+4
PECÍOLOS
1+2
3+4
BASE DE
BROTE
NUEVO
26/11/92
10/12/92
24/12/92
11/01/93
22/02/93
02/03/93
SARMIENTO
GLRaV Distribución Síntomas
Primer
reporte
Antisueros
Comerciales
Conocimiento del
genoma
1
Mundial
(Uruguay?)
Siempre típicos
Gugerli et al
(1984)
SI
2
Mundial
Mundial
4
LR No típico.
Incompatibilidad
Típicos (a veces
latente)
Suaves
Aus. Chipre,
Hung, S. Afr
Taiwan, USA
Aus., Fra., S. Suaves (W.
Afr. USA
Emperor)
Ex - GCBaV
Monette (1991)
Rosciglione &
Gugerli (1986)
Hu et al (1990)
SI
3
Parcial Relac.
clostero trans. por
pulgones
Total. Idem
(8 ORF)
Total Grupo propio
(12 ORF)
Grupo propio
5
6
Se pudo detectar GLRaV III en TODAS las muestras
7
Se pudo detectar GLRaV III en la mayoría de las muestras
NO se detectó GLRaV III en las muestras
8
SI
NO
Walter &
NO
Zimmerman
(1990)
Italia, S. Afr., Sin información Boscia et al
SI
Suiza
(Siempre en
(1995). Ex 2a de
mezcla). Uvas de Gugerli et al
mesa, Cardinal. (1984)
Balcanes,
Típicos suaves (a Choueiri et al
NO
Italia
veces latente)
(1996)
Canadá
Sin información
Morris et al
1997
NO
Grupo propio
Sin datos
Parcial Similar a
clostero transmitidos
por mosca blanca
Sin datos
11
MÉTODOS MOLECULARES
• ds ARN en gel de poliacrilamida.
GLRaV Distribución Síntomas
Primer
reporte
Antisueros
Comerciales
Conocimiento del
genoma
1
Mundial
(Uruguay?)
Siempre típicos
Gugerli et al
(1984)
SI
2
Mundial
Mundial
4
LR No típico.
Incompatibilidad
Típicos (a veces
latente)
Suaves
Aus. Chipre,
Hung, S. Afr
Taiwan, USA
Aus., Fra., S. Suaves (W.
Afr. USA
Emperor)
Ex - GCBaV
Monette (1991)
Rosciglione &
Gugerli (1986)
Hu et al (1990)
SI
3
Parcial Relac.
Total trans.
10 ORF
clostero
por
pulgones
Total. Idem
(8Total
ORF)9 ORF
Total
Grupo
propio
Total 13
ORF diferente
al resto
de Clostero
(12
ORF)
Grupo propio
5
• sondas de ADN.
Walter &
NO
Zimmerman
(1990)
Italia, S. Afr., Sin información Boscia et al
SI
Suiza
(Siempre en
(1995). Ex 2a de
mezcla). Uvas de Gugerli et al
mesa, Cardinal. (1984)
Balcanes,
Típicos suaves (a Choueiri et al
NO
Italia
veces latente)
(1996)
6
• PCR (el más promisorio, muy sensible).
SI
NO
7
8
Canadá
9
Sin información
Morris et al
1997
NO
Grupo propio
Sin datos
Parcial Similar a
clostero transmitidos
por mosca blanca
Sin datos
filogenéticamente relacionado a 5
CONTROL
NEPOVIRUS
• Uso de material propagativo sano.
• Métodos de saneamiento:
–Degeneración progresiva
(Nepovirus europeos).
– Termoterapia.
– Cultivo in vitro.
– Termoterapia + cultivo in vitro.
–Decaimiento (Nepovirus
americanos).
• MANEJO DE CHANCHITO BLANCO
COMO VECTOR DE VIRUS.
NEPOVIRUS
• Virus poliédricos transmitidos por nematodos.
• Síntomas:
– Deformación,
– Reducción de lámina foliar,
– Coloraciones anormales,
– Acortamiento e irregularidad de entrenudos, nudos
dobles, fasciaciones,
– Reducción número y tamaño de racimos, corrimiento
(“millerandage”). Menor calidad y cantidad de
rendimiento.
– Menor longevidad, prendimiento, y enraizado.
• De acuerdo a síntoma final:
– Degeneración progresiva (Nepovirus europeos).
– Decaimiento (Nepovirus americanos).
LOS EFECTOS DE LOS NEPOVIRUS DEPENDEN
DE:
•
•
•
•
Cultivar
Aislado del virus
Portainjerto.
Las especies de vides americanas y sus híbridos
son muy sensibles a los nepovirus europeos (Ej.
GFLV) y por esa vía se perjudica a la variedad que
no lo es.
• Las vides europeas y sus híbridos por el contrario
son más sensibles a los nepovirus americanos (ej.
TRSV, ToRSV)
12
NEPOVIRUS CAUSANTES DE DEGENERACIÓN
INFECCIOSA (EUROPEOS)
VIRUS
NEMATODO
VECTOR
Artichoke Italian latent
AILV
Arabis mosaic
ArMV
Blueberry leaf mottle
Grapevine Bulgarian latent
Grapevine chrome mosaic
Grapevine fan leaf virus
Raspberry ringspot
BBLMV
GBLV
GCMV
GFLV
RRV
Strawberry latent ringspot
Tomato black ring virus
SLRSV
TBRV
DISTRIBUCIÓN
GEOGRÁFICA
L. apulus
Bulgaria
L. fascians
X. diversicaudatum Bulg. Suiza, Croacia, Alemania, Hungría
Francia, Israel, Italia, Japón y Ucrania.
desconocido
EEUU
desconocido
Bulgaria, Croacia, Portugal, Hungría
desconocido
Austria, Croacia, Hungría, Rep. Checa
X. index
Mundial
L. macrosoma
Suiza, Alemania
L. elongatus
P. maximus
X. diversicaudatum Italia, Portugal, Rep. Chec. Turquía
L. attenuatus
Canadá, Croacia, Alemania, Grecia,
L. elongatus
Israel, Francia y Hungría
NEPOVIRUS CAUSANTES DE DECAIMIENTO
(AMERICANOS)
VIRUS
Peach rosette mosaic
PRMV
Tomato ringspot
ToRSV
Tobacco ringspot
TRSV
FAN LEAF
• Sinónimos: Court-noue, panachure,
degenerescence infectieuse, yellow
mosaic, vein banding.
• Es uno de los virus de la vid más
importantes: distribución y vector.
TRABAJOS SOBRE PÉRDIDAS POR GFLV
LUGAR
VARIEDAD
PÉRDIDA
430 g/planta vs.
680 g/planta
Schneiders (1934)
Francia
Chardonay
4,4 t/há vs
8,4-8,8 t/há
Fumigación
Vuittenez (1958)
Francia
Muscatt a
petit grains
77% de
rendimiento
Idem
Boubals (1964)
Francia
Chardonay
Alemania
Traminer
Chile
Thompson
seedless
12% Auger et al (1992)
Suiza
Chasselas
Merlot
Pinot noir
78% Bovey (1970)
87%
98%
Australia
Moscato
bianco
Barbera
Nebbiolo
Thompson
seedless
DISTRIBUCIÓN
GEOGRÁFICA
X. americanum
L. diadecturus
L. elongatus
X. californicum
X. rivesi
X. americanum
Canadá, EEUU
Canadá, EEUU
Canadá, EEUU
HISTORIA
• 1865 Cazalis-Allut. Ya se reporta la enfermedad (Frontignan, Sur
de Francia)
• 1902 Baccarini. Propone origen viral
• 1918 Petri. Transmisión por agua de suelo de plantas enfermas.
• 1958 Hewitt. Transmisión por Xiphinema index
• 1960 Cadman. Transmisión a huéspedes herbáceos
• 1963 Se aisla virus y se caracteriza su síntomatología y
transmisión.
• 1967 Berks: Detección serológica.
• 1968 Boubals & Dalmasso. Desinfección de suelos para control
de vector.
• 1985 Walker: Germoplasma resistente a GFLV.
• 1993 Nolasco & De Sequeira. IC-PCR.
TRABAJOS SOBRE PÉRDIDAS POR GFLV
OBSERVACIONES
Alemania
Varias (1 há
Valle Moselle en estudio)
Italia
NEMATODO
VECTOR
LUGAR
VARIEDAD
PÉRDIDA
OBSERVACIONES
Italia
portainjertos
híbridos
-46% peso de
poda
Babini et al (1981)
Alemania
SO4
enraizamiento:
75% vs. 25%
prendimiento:
45% vs 6%
Bruckbauer (1962)
Italia
Nebbiolo
< vigor
rend. 50%
mayor acidez
Manini et al (1994)
Chile
Thompson
seedless
<
<
y
<
Italia
in vitro
< crecimiento,
< raíces y
desarrollo
75% Legin (1970)
44-94%
Rudel (1984)
23% reducción
rendimiento
26% aumento
19% aumento
Raza suave de GFLV
Gay et al (1981)
50% Woodham & Alexander
(1966)
fotosíntesis
Auger et al (1992)
diámetro tronco
racimo
rendimiento
Barba et al (1993)
13
Incidencia del mosaico amarillo de la vid
(GFLV) sobre el cv. C. Franc
• Período 1986-1992
Parámetro
D. Maeso & E. Disegna (1993)
Aumento de sana/enferma (%)
1986 1987 1988 1989 1990 1991 1992
N° Total de racimos/planta
23 75* 69* 58*
76 27,5 97*
Rendimiento total/planta
12 134* 81* 72*
33 27 139*
Peso prom. racimo
-5,5 37*
8,3 8,2 -7,8 2,15 21
Peso de poda
14 11,4
29 12,4 -0 0,77 ----Corrimiento (%)
24 -65*
-22 -4,8
-169*
Grado Alcohol Probable
-4
-8,4*
-12,5 -11 -13,4* -18*
Síntomas
• Malformaciones: acortamiento e irregularidad de
entre nudos, nudos dobles, sarmiento en zig-zag,
fasciaciones, aplanamiento, def. foliar, asimetría,
aserrado, “hoja en abanico en rupestris”
• Mosaico amarillo: leve en primavera, no progresa
en verano y aclara, racimos pequeños, problemas de
cuajado
• Bandeado de nervaduras: área amarilla en bandas
en nervaduras principales. Alto efecto sobre cuajado.
• Común a todos:
– Menor rendimiento
– Menor longevidad
– Menor vigor
– “Corrimiento”
14
Síntomas
• Mosaico amarillo: leve
en primavera, no
progresa en verano y
aclara, racimos
pequeños, problemas
de cuajado
Síntomas
• Bandeado de nervaduras: área amarilla en
bandas en nervaduras principales. Alto efecto
sobre cuajado.
15
Síntomas
• Común a todos:
– Menor rendimiento
– Menor longevidad
– Menor vigor
– “Corrimiento”
Agente Causal
• Nepovirus: Grapevine fan leaf virus (GFLV).
• Virus poliédrico 30 nm de diámetro.
• Selorógicamente uniforme. Varios serotipos y
cepas de diferente agresividad.
• RNA 1 (7342 nt) y RNA 2 (3744 nt) encapsidados
en diferentes partículas necesarios ambos para
infectividad.
• Satélite asociado con algunos aislados RNA 1114
nt.
TRANSMISIÓN
Xiphinema index
• Material propagativo enfermo.
• Nematodo: Xiphinema index
– En la capa anterior del tubo digestivo como capa
única que se degrada en la muda.
– Retiene el virus por algunos meses.
– Se adquiere en 5 min. desde larva.
– GFV no se trasmite a la progenie
– Xiphinema index. Poco movimiento 1,3-1,5 m/año
– GFV/nemátodo. Perduran en restos de raíces varios
años.
– Especificidad de transmisión con aislamientos de
igual región. Cubierta proteica.
– Vectores no confirmados: X. italiae , X. vuittenezi
–Ciclo del nemátodo:
22-27 días (24°C) California
• 3- 5 meses (28°C) Israel
•
• Xiphinema index: España: en 14% de los
viñedos y en 50% de los viñedos con
GFLV. Italia: en 15% de los viñedos.
• Presente en Uruguay focalizado
(relevamiento INIA-INAVI 1993 Dr. F.
Lamberti 2 muestras/52)
• Se tomaron medidas sanitarias para
impedir su diseminación.
• No se confirmó transmisión de GFLV por
semilla de vid, sí de herbáceas.
16
DETECCIÓN
SUSCEPTIBILIDAD VARIETAL
• Susceptibles todas las V. vinifera y muy
susceptibles V. rupestris.
• Injerto en indicadoras leñosas (indexaje)
Recomendable. Vitis rupestris cv. Saint George.
• V. labrusca se infecta pero muestra pocos
síntomas.
• Inoculación a indicadoras herbáceas.
• Resistencia varietal: Muscadinia rotundifolia y
Vitis munsoniana para cruzamientos.
Resistencia a transmisión y alimentación de
nematodos. Unico gen dominante.
• ELISA
• MÉTODOS MOLECULARES
• Izadpanah et al. 2003. Detección en Cynodon
dactylon y Polygonum aviculare.
DETECCIÓN
• Injerto en indicadoras leñosas (indexaje).
• Inoculación a indicadoras herbáceas (C. quinoa, C.
amaranticolor, G. globosa).
• ELISA
• MÉTODOS MOLECULARES
17
DETECCIÓN
Momento óptimo para el aná
análisis de GFLV por ELISA.
Tanaka, H., Maeso, D. y Pagani, C. (1994)
• Injerto en indicadoras leñosas (indexaje)
FECHA
• Inoculación a indicadoras herbáceas
• ELISA: Sueros poli y monoclonales que separan
aislamientos.
– Método fácil, rápido y económico.
– Recomendable: detección en comienzo de brotación.
– Se puede determinar en madera en dormancia.
• MÉTODOS MOLECULARES
TAMAÑO DE HOJAS
S
M
L
2L
3L
4L
5L
24/09/91
09/10/91
24/10/91
05/11/91
26/11/91
16/01/92
20/02/92
TAMAÑO
S
M
L
2L
3L
4L
5L
ÁREA
<10 cm2
10-20
20-30
30-50
50-90
90-130
>130
Detección en todas las muestras
Detección en la mayoría de las muestras
Sin detección
CONTROL
• Material de propagación de sanidad controlada.
• Análisis nematológico pre-plantación.
• En zonas con GFLV y X. index:
– Rotación >3 años, sino no hay ventaja con no rotar
(óptimo 4-5 años). Huépedes del nemátodo: olivo, vid,
tomate, naranjo, higos.
– “Devitalización” (Boubals 1994): Roundup 600 l/há
solución 1,2% a las vides 3-6 meses antes de arrancar.
– Desinfección de suelos:
• DD (1200 lt/há) desinfecta 60 cms. Usado en Europa.
Buen control y efecto por 4-6 años.
– ¿Futuro?:
COMPLEJO MADERA
RUGOSA
• Portainjertos resistentes
• ¿Protección con cepas débiles?
• ¿Ingeniería genética?
18
HISTORIA
SÍNTOMAS
• Distribución mundial.
• Hewitt (1954): corteza corchosa (“corky
bark”).
• 1959: Acanaladuras de rupestris (“legno
riccio”-”rupestris stem pitting”)
• Savino (1988 ): Acanaladuras de Kober
5BB (“Kober stem grooving”)
• Garau (1989): Acanaladuras de LN33
(“LN 33 stem grooving”)
• Tanne: Transmisión por P. ficus
• Depende de combinación var./pie, suelo, temporada,
etc.
• No hay síntomas en follaje salvo CB en algunas
variedades (similar a enrulamiento).
• Principalmente en vides injertadas. En var., pie o
ambos.
• Menor vigor, menor rendimiento, brotación tardía,
decaimiento, muerte.
• Abultamientos en región de injerto, diferencia en
diámetro pie/injerto. Corteza gruesa, corchosa,
esponjosa. Estrías, acanaladuras y necrosis de
madera.
“CORKY BARK”
(CORTEZA CORCHOSA)
CORKY BARK
• Agentes causales: Vitivirus
– Grapevine virus B. 7599 nt. Similar a GVA. El más
asociado a CB. Trascapsidación con GVA (mezcla
fenotípica).
– Grapevine virus C poco conocido (Canadá) diferente
serológicamente de GVA y GVB.
– GVD asociado con “corky rugose wood” corcho en
vides a campo sobre la unión de injerto . 825 nm
Secuenciado en parte 7600 nt.
19
Citopatología de GVA,B,C,D
• Las partículas forman agregados que a
veces ocupan todo el lumen del floema.
• Engrosamientos de paredes celulares por
depósito de sustancias similares a callosa.
• Proliferación y acumulación de membranas
citoplasmáticas.
• Evaginaciones vesiculares del tonoplasto
sobresaliendo hacia la vacuola y
conteniendo material similar a dsRNA.
TRANSMISIÓN
• Mecánica a Nicotiana spp.
• Transmisibles por chanchitos blancos:
– GVA y GVB: Pseudococcus longispinus, P.
affinis, Planococcus ficus. Y cochinillas
blandas.
– Forma no persistente
RUPESTRIS STEM PITTING
(“Legno riccio”)
RUPESTRIS STEM PITTING
(“Legno riccio”)
• Agentes causales:
– Grapevine rupestris stem pitting associated virus
(GRSaV) (Foveavirus).
– Muchas variantes entre aislamientos
– Difícil de ver al ME. 730 nm largo. Similar a
Potexvirus.
– 8726 nt, secuenciado. 5-6 ORF.
– Falta mucha investigación
• No es trasmisible a herbáceos, no se sabe aún
transmisión por insectos.
• Sospecha de ser llevado por polen. Aún información
conflictiva si se transmite por semilla de vid.
20
KOBER STEM GROOVING
• Grapevine virus A (Vitivirus)
LN 33 STEM GROOVING
• Transmitido por:
– Chanchitos blancos: Pseudococcus
longispinus, Ps. afinis, Planococcus citri, Pl.
ficus, Heliococcus bohemicus
– Cochinilla blanda: Neopulvinaria
innumerabilis
• Aún no se conoce mucho de esta
enfermedad.
• Forma semi-persistente sin latencia.
DIAGNÓSTICO POR INDICADORAS
LEÑOSAS
INDICADOR
CB
RSP *
KSG
LNSG
LN33
Inchamiento en entrenudos xxxxx
acanaladuras y hoyos
enrojecimiento y enrollado
xxxxx
Acanaladuras
y hoyos
Vitis rupestris
Acanaladuras
y hoyos
Hoyos en sentido
xxxxx
basípeto, bajo yema injertada
xxxxx
Kober 5 BB
xxxxx
xxxxx
xxxxx
Acanaladuras
* Recientemente: asociació
asociación presencia de GRSPaV con “pitting”
pitting”
en nervaduras de 110R.
OTROS MÉTODOS DE
DIAGNÓSTICO
• En estudio. Aún no muy desarrollados.
• Vitivirus: indicadoras herbáceas (Nicotiana spp.)
• ELISA: virus poco inmunogénicos y difíciles de
trabajar (sueros vía biología molecular).
• Usar raspaduras de corteza de sarmientos maduros
en dormancia.
• RT-PCR
21
CONTROL
• Materiales de sanidad controlada. (no
huéspedes alternativos en naturaleza y poco
movimiento de vector no se disemina
naturalmente lejos).
• Se pueden de eliminar por termoterapia.
• Cultivo in vitro + termoterapia.
• GVA se puede eliminar con criopreservación.
• Difícil control de vector (cubierta cerosa,
invernan bajo corteza).
• No hay fuentes naturales de resistencia.
• Experiencias con plantas transgénicas.
COMPLEJO “FLECK”
“Flecking”
• Muy común. Latente en mayoría de
variedades y portainjertos.
• Síntomas:
– V. rupestris: manchas cloróticas
traslúcidas y moteado a lo largo de las
nervaduras de tercer o cuarto orden en
primavera. Puede deformar hoja si es
intenso.
– Desaparecen en verano pero vuelven en
otoño.
Agente
•
•
•
•
•
Grapevine flecking virus (GFkV).
Isométrico (30 nm).
Familia Tymoviridae. Género Maculavirus.
7564 nt, 4 ORF.
Limitado a floema.
22
TRANSMISIÓN
Detección:
• No se transmite a herbáceos ni por
• injerto en V. rupestris S. George.
semilla.
• Aún sin vectores (en Italia, Sudáfrica y
Japón hay reportes de transmisión a
• ELISA:
– Hoja (no hay diferencias), sarmiento,
floema, raíces herbáceas. No se
campo).
conocen serotipos.
OTROS VIRUS
PÉRDIDAS
• MOSAICO DE NERVADURAS
– Latente en mayoría de variedades y portainjertos
– Susceptible: Riparia Gloire de Montpelier
– Mosaico verdoso alrededor de nervaduras principales y
secundarias en primavera.
• Disminución de enraizamiento y
prendimiento de injertos.
• Reducción de peso de poda.
• Asociado con necrosis de nervaduras
(52%) y mosaico de nervaduras (37%).
• En Japón combinado con leaf roll
produce enfermedad de “ajinashika”
(falta de gusto).
• NECROSIS DE NERVADURAS
– Latente en mayoría de variedades y portainjertos.
– Susceptible portainjerto 110R
– Necrosis parcial de nervaduras, primero en envés,
manchas necróticas y necrosis de pecíolos. Puede
matar indicador.
– Presente en Francia, Italia, Grecia, Ucrania, Bulgaria y
Brasil
Cuadro 1. Resultados de la comprobación sanitaria de clones del cultivar Tannat ingresados en
1999.
ORIGEN Número Positivas
de
ELISA
clones
GLRaV
III
Positivas
ELISA
GFV
Positivas
ELISA
GFkV
(2003)
Enrolla- “Fleck”
miento en test
en test
leñoso
leñoso
1
2
3
4
5
6
TOTAL
%
0/3
0/7
0/20
0/5
0/3
--0/38
0
0/5
4/7
8/18
0/5
1/3
---13/38
34
4/4
5/7
13/19
5/5
3/3
--30/38
79
4
7
20
5
3
8
47
2/3
0/6
12/20
0/5
3/3
0/8
17/45
37
3/3
4/5
14/15
5/5
2/3
--28/31
90
Deformación
foliar en
Saint George
en test
leñoso
2/3
4/5
9/15
5/5
2/3
--22/31
71
“Corky
bark” en
LN 33
en test
leñoso
0/4
2/7
0/20
1/5
0/3
--3/39
8
23
Cuadro 2. Resultados de la comprobación sanitaria de clones del cultivar Tannat ingresados en
2001.
ORIGEN Número Positivas
ELISA
de
GLRaV
clones
III
Positivas
ELISA
GFV
Positivas
ELISA
GFkV
(2003)
Enrolla- “Fleck”
miento en test
leñoso
en test
leñoso
4
7
8
9
10
TOTAL
%
0/5
0/4
0/8
0/11
0/8
0/36
0
2/6
1/2
1/6
3/6
2/7
9/27
33
1/5
1/3
5/7
5/8
4/8
16/31
52
6
5
13
15
11
50
0/6
1/5
8/13
14/15
2/9
12/46
26
1/5
0/3
4/6
5/6
2/7
12/27
44
Deformación
foliar en
Saint George
en test
leñoso
1/5
0/3
0/6
0/6
2/7
3/27
11
“Corky
bark” en
LN 33
en test
leñoso
0/3
0/3
1/6
1/7
0/7
2/26
8
24